Hallo Zusammen,
auch ein Kandidat, bei dem ich nicht weiterkomme. Diese Burschen habe ich vor ca. 3 Wochen in einem Park unter Kastanie gefunden. Ziemlich klein und ziemlich zerbrechlich. Leider milchte er gar nicht. Der Geruch war aber deutlich obstig. Die Lamellenfarbe entspricht der Hutfarbe.
Sporen: beinahe rundlich
Sporengröße: 7,5-9,5 x 6,5-8,6
Vielleicht hat jemand eine Idee dazu.
Viele Grüße
Michael
![[image]](/archiv/forum/webbbs/userpics/pic233856.jpg)
Hallo ihr Vier,
vielen Dank für eure bisherigen Einschätzungen, Tipps und Kommentare.
Bei derart kleinen, zerbrechlichen, dunkel gelblich-bräunlichen Vertretern fiel mir vor Ort einfach nichts bei den Täublingen ein, was da in Frage kommen sollte. Daher habe ich ihn einfach mal zu den „nichtmilchenden“ Milchlingen gestellt 
. Aber das Beste kam heute noch von meiner besseren Hälfte, bei der recht wenig mykologisches Interesse vorhanden ist, die aber zwangsläufig das ein oder andere mitbekommt. Ich sag zu ihr: „Guck dir mal das Bild an…“, und bevor ich weiterreden konnte, kommt wie aus der Pistole geschossen: „Das ist ein Täubling!“. Autsch! „DAS WEISS ICH MITTLERWEILE AUCH, ABER DANKE!“. Dann weiß ich ja nun, wo ich künftig zuerst nachfrage, wenn es wieder mal eng wird.
Hätte also wirklich nicht gedacht, dass die gilbenden Russula-Arten so daherkommen können, dass sie also nahezu völlig vergilbt sind. Habe ich zuvor noch nie so gefunden oder irgendwo gesehen.
Russula pectinatoides finde ich in meiner Gegend häufig. Diese Art hat für mich einen ganz typischen Geruch, der eigentlich immer +- vorhanden ist, zudem empfinde ich den Geschmack als unangenehm. Der Geruch der gezeigten Vertreter war obstig, stark an Pfifferling erinnernd. Der Geschmack blieb auch nach längerem kauen mild und war nicht unangenehm. Von daher würde ich pectinatoides eigentlich gerne ausschließen wollen.
Am besten gefällt mir tatsächlich R.puellaris. Am Standort befanden sich in unmittelbarer Nähe drei Kastanien. Die nächsten Bäume waren ca. 30-40m entfernt. Wenn die Kastanien jedoch keine Rolle spielen sollten, dann müsste ich tatsächlich etwas übersehen haben, was ich mir momentan sehr schwer vorstellen kann. Gegebenenfalls werde ich mir die Sache vor Ort nochmal anschauen.
Die Sporen sind schwach oval bis rundlich, mit deutlichem Keimporus.
Der Pilz ist mittlerweile völlig eingetrocknet. Nun habe ich bzgl. der Dermatocystiden gequetscht was das Zeug hält, in Wasser, in Kongo, aber bisher leider nichts dergleichen gefunden. Möglicherweise ist quetschen dafür keine geeignete Methode?
Das Einzige, was ich meiner Meinung nach gefunden habe, sind Basidien mit stark ausgeprägten Sterigmen. Wüsste nicht, was das sonst sein sollte?
![[image]](http://imageshack.us/a/img547/5461/ejc.jpg)
![[image]](http://imageshack.us/a/img46/9885/srx2.jpg)
Ich weiß, man kann es nur schwer erkennen, aber besser bekomme ich das nicht aufgenommen.
Viele Grüße
Michael
Dermatocystiden gequetscht, habe ich das richtig verstanden? Du hast doch nicht etwa ein Lamellenquetschpräparat gemacht? Dermatozystiden findet man auf der Huthaut, nicht auf der Lamelle. Quetschen sollte man da nichts, nur ganz ganz kleine Huthautstückchen verwenden.
Dermatocystiden gequetscht, habe ich das richtig verstanden? Du hast doch
nicht etwa ein Lamellenquetschpräparat gemacht? Dermatozystiden findet man
auf der Huthaut, nicht auf der Lamelle. Quetschen sollte man da nichts,
nur ganz ganz kleine Huthautstückchen verwenden.
Hallo Stephan,
nein, ich hatte mit der Pinzette ca. 1mm große Stücke der Huthaut entnommen,auf den Objektträger gebracht und anschließend vorsichtig gequetscht. aber möglicherweise waren die Stücke einfach noch zu dick. Ich werde mal versuchen, ob ich die irgendwie dünner entnehmen kann. Das gestaltet sich jedoch gar nicht so einfach, da die Huthaut schon fest vertrocknet ist. Und dann, wenn ich das richtig verstanden haben, nur auf den Objektträger ohne zu quetschen?
Viele Grüße
Michael
Das
gestaltet sich jedoch gar nicht so einfach, da die Huthaut schon fest
vertrocknet ist. Und dann, wenn ich das richtig verstanden haben, nur auf
den Objektträger ohne zu quetschen?
Wenn die Huthaut schon trocken ist, es sich also schon um ein Exsikkat handelt, muss man sie zunächst in 2- oder 3prozentiger Kalilauge aufquellen lassen. Zum Färben kann man dann nicht Kongorot-SDS, sondern muss Kongorot-NH3 verwenden, weil sich das SDS nicht mit der alkalischen Flüssigkeit verträgt.
Wenn man die Huthaut quetscht, erkennt man zwar Einzelelemente, aber nicht mehr so gut den Huthautaufbau. Wichtig ist, dass die Stückchen wirklich klein sind. Ich versuche immer, die Huthaut mit zwei Präpariernadeln ganz klein zu reißen, und die allerkleinsten Stückchen, die man mit bloßem Auge kaum sieht, das sind die besten. Dann sucht man mit dem 10er Objektiv die Stellen, die wie strubbelige Haarschöpfe nach Elektroschockbehandlung aussehen, da erkennt man am meisten.
Wenn das mit dem Einweichen nicht funktioniert, solltest du noch ein frisches Exemplar herholen, falls das noch möglich ist.
Wenn man die Huthaut quetscht, erkennt man zwar Einzelelemente, aber nicht
mehr so gut den Huthautaufbau. Wichtig ist, dass die Stückchen wirklich
klein sind. Ich versuche immer, die Huthaut mit zwei Präpariernadeln ganz
klein zu reißen, und die allerkleinsten Stückchen, die man mit bloßem Auge
kaum sieht, das sind die besten. Dann sucht man mit dem 10er Objektiv die
Stellen, die wie strubbelige Haarschöpfe nach Elektroschockbehandlung
aussehen, da erkennt man am meisten.
Wenn das mit dem Einweichen nicht funktioniert, solltest du noch ein frisches
Exemplar herholen, falls das noch möglich ist.
Hallo Stephan,
es ist also nur noch als Exsikkat vorhanden, ist schon 4 Wochen her. Wird also schwierig mit Frischmaterial.
Ich habe nur 20%ige KOH da. Also habe ich mit Wasser 1:10 verdünnt und quellen lassen. Keine Ahnung, ob das funktioniert hat. Bei ERB/MATHEIS sind auf S.59 Dermatocystiden von R.mairei dargestellt. Sollten die bei R.puellaris ähnlich aussehen?
Jedesfalls habe ich (ohne Kongo) das gefunden. Sind das vielleicht welche? Wahrscheinlich nicht, oder?
![[image]](http://imageshack.us/a/img191/8293/pznz.jpg)
![[image]](http://imageshack.us/a/img694/7354/7zab.jpg)
Viele Grüße
Michael
Hallo Michael,
das auf dem ersten Bild kann ich - bis auf die Sporen - nicht deuten, sieht mir eher nach was fremdem aus. Auf dem zweiten Bild dürftest Du Dermatozystiden haben, ist aber alles wenig kontrastreich und daher nicht gut zu erkennen. Wenn Du kein ammoniakalisches Kongo hast, kannst Du auch mit Wasser einweichen (dann möglichst länger, Zeit lassen!) und normales Kongo (SDS) verwenden. Die Vorbehandlung mit KOH hat zwar Vorteile - das Präparat wird sauberer und gefügiger -, aber man sollte auch nicht vergessen, dass dabei manchmal auch Merkmale verloren gehen. Z.B. gibt es Griseinae mit kongophilen Granulationen - die sind in KOH und/oder ammoniakalischem Kongo sofort weg. Ich habe bei Trockenmaterial eigentlich ganz gute Erfahrungen mit Einweichen in Wasser und Anfärben mit Kongo SDS gemacht und mache das bei Russula-Huthaut oft fast lieber.
Eine alternative Methode, damit Du Dich im Präparat besser orientieren kannst und erst einmal siehst, wo Du überhaupt etwas sehen solltest, wären Huthautschnitte. Du schneidest einen (ruhig dickeren) Skalp, den legst Du dann hin und schneidest dünne Scheiben ab. Im ungequetschten Präparat solltest Du dann auf der einen Seite die vielen kugeligen Zellen des Fleischs (Sphaerozyten), auf der anderen die Hutdeckschicht sehen können. Die Endzellen der Dermatozystiden siehst Du in einem solchen Präparat i.d.R. bereits bestens. Um mehr zu sehen, kann man dann quetschen (oft ein Geduldsspiel) und im gequetschten Präparat diese Elemente wieder suchen.
Das aber nur ganz allgemein.
Wenn Du wirklich bei den abgebildeten Exemplaren noch zu einer Bestimmung kommen willst, gäbe es auch andere Fragen. Hast Du bspw. einen Sporenabwurf? Wie war der Geschmack in den Lamellen? Das Sporenornament müsste untersucht werden (in Melzer, Ölimmersion).
Das Mikroskopieren der Huthaut lässt sich ansonsten bei frischen Täublingen leichter üben.
Viele Grüße,
Jesko
Hallo Jesko,
vielen Dank für eure vielen Tipps und Hinweise, die sehr hilfreich sind.
Dass es mit einer sicheren Bestimmung wohl nichts wird, ist mir schon bewusst. Dafür fehlt einfach zu viel von dem, was du angesprochen hast. Aber es reicht mir schon, wenn ich Einiges ausschließen und mich so weit wie möglich an eine Art annähern kann, um auch künftig von Anfang an richtig vorzugehen. Von daher bin ich auch schon total zufrieden, wenn ihr mir Dermatocystiden bestätigt und ich anhand dieser beispielsweise pectinatoides sicher ausschließen kann.
Der Geschmack in den Lamellen war übrigens definitiv mild und auch mild bleibend. Ich hatte jetzt noch einmal in KOH quellen lassen und dann mit KongoNH3 gefärbt. Und diesmal hatte ich ein Stück dabei, bei dem ich mir eigentlich sicher bin, Dermatocystiden gefunden zu haben. Da waren jede Menge davon. Ich habe einige gemessen und bin auf 5-8µ gekommen. Sie waren schlankkeulig bis keulig und z.T. einfach septiert. Ich weiß, dass die Bilder schrecklich sind, aber ich bekomme sie, durchs Okular fotografiert, einfach nicht besser hin. Auch die nachfolgenden Bilder haben einen extremen Gelb- und Rotstich, sodass sich die Elemente kaum abheben. Die starke Verfärbung macht die Kamera. Ich sehe es durchs Mikroskop wirklich deutlich besser, ohne diese intensive Färbung. Sorry für die schlechte Qualität und die Augenschmerzen! Ich hoffe, man kann es einigermaßen erkennen.
![[image]](http://imageshack.us/a/img32/5942/8l4a.jpg)
![[image]](http://imageshack.us/a/img29/5505/wygp.jpg)
![[image]](http://imageshack.us/a/img19/4161/agy0.jpg)
Viele Grüße
Michael
Hallo Michael,
auf den Fotos sind die Dermatozystiden gut zu erkennen. Selbstverständlich sieht man im Mikroskop fast immer mehr, als man auf einem Mikrofoto darstellen kann. Um das bei schwierigen Kontrastverhältnissen einigermaßen hinzukriegen, braucht man eine Kamera (am besten Mikroskopkamera), bei der man viel manuell einstellen kann. Ansonsten könntest Du versuchen, die relevanten Elemente an den Rändern des Präparats zu finden, da sieht man sie besser.
Ich schließe mich der Einschätzung Stephans an, dass Du wahrscheinlich R. puellaris gefunden hast. Dafür sprechen das Aussehen, der völlig milde Geschmack, die rundliche Sporenform und die Form der Dermatozystiden. Müsste man freilich noch absichern, aber inzwischen bist Du ja vielleicht auf den Geschmack gekommen und untersuchst noch mehr nichtmilchende Milchlinge 
Viele Grüße,
Jesko
Hallo Stephan und Jesko,
schön, dass ich sie endlich gefunden habe. Hat sich doch gelohnt, weiterzusuchen. Ich werde ihn jetzt als Russula cf. puellaris ablegen und die Fundstelle im Auge behalten, um ggf. nochmal frisches Material zu untersuchen.
Ich muss wiklich sagen, die Gruppe der nichtmilchenden Milchlinge hat es mir richtig angetan. Mal schauen, ob sich da nicht noch der ein oder andere milchende Täubling finden lässt.
Nochmal besten Dank für die tolle Unterstützung!
Viele Grüße
Michael