Asco-Frage (gelber Becherling auf Diatrype stigma) *PIC*

Hallo miteinander!

Vom gestrigen Waldspaziergang habe ich nicht nur die Trameten, sondern auch einen Laubholzast mit dem Flächigen Eckenscheibchen Diatrype stigma und darauf bzw. auch daneben befindlichen kleinen Becherlingen mitgenommen (neben Genabelten Zähling, FiZa-Helmling - auch schon da!, FiZa-Rübling, Samtfüßen, Rauchblättrigen, einem nicht-striegeligen dunkelbraunen Schichtpilz mit braunem Hymenium?? und einem nicht-nach-Anis-riechenden kleinen Trichterling...).

Die (orange-)gelben Becher haben ca. Ø 1 mm, die hellere Anwuchsstelle ist 1/3 des Apothezien-Durchmessers, der Rand ist leicht nach oben gewölbt. Leider sind die Dinger - wie üblich - unreif. Wie kann ich mit diesen Bechern trotzdem weiterkommen?

Unterm Mikro hatte ich massenhaft Würstchen-Sporen von der Diatrype - die weiß wenigstens, dass es bereits Frühling ist!! Dann gab es aber noch eine andere Sporenart in relativ großer Menge, von der ich keine Ahnung habe, von wem sie kommen könnten. Nachdem diese Sporen sehr markant sind, habe ich eine gewisse Hoffnung, dass Ihr mir dazu einen Tipp geben könnt:

Braun, mit meist 1 Tröpfchen, an einem Ende abgeflacht wie abgeschnitten (wie nennt man so eine Sporenform?)
Länge (5,2) - 6,2 - (7,0/8,1); Breite (4,2) - 4,5 - (4,9); die Maße sind von 9 Sporen berechnet. Das linke Bild ist mit 320x, die beiden rechten mit 800x.

Viele Grüße - Rika

Hallo Rika!

Das ist ein Knopfbecherchen (Orbilia).
Könnte z.B. der Orbilia aurantiorubra sein:
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/orbilia-aurantiorubra-111213-01xs23561.php

Damit man weiß, welche Sporen zum Pilz gehören, sollte man sich immer zur Fruchtschicht vorarbeiten und die Sporen im Ascus betrachten, dann ist man meist auf der sicheren Seite (außer es hat sich ein Parasit eingeschmuggelt).

VG Ingo W

Hallo Rika!
Das ist ein Knopfbecherchen (Orbilia).
Könnte z.B. der Orbilia aurantiorubra sein:
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/orbilia-aurantiorubra-111213-01xs23561.php
Damit man weiß, welche Sporen zum Pilz gehören, sollte man sich immer zur
Fruchtschicht vorarbeiten und die Sporen im Ascus betrachten, dann ist man
meist auf der sicheren Seite (außer es hat sich ein Parasit
eingeschmuggelt).
VG Ingo W

Hi Ingo,

Dein Orbilia-Vorschlag könnte schon passen, die Paraphysen sehen schon mal so schlank und keulig aus wie auf Deiner HP. Die rundlichen "Zellen" hatte ich vor allem im "Stiel"-Bereich gesehen. Da werde ich in einer ruhigen Minute noch mal präparieren und mit Deinen Mikro-Bildern vergleichen. Kongorot habe ich leider nicht, mit Melzer und Baumwollblau werde ich da nicht weiterkommen!?

Was die Sporen betrifft:
Die Würstchen gehören klar zur Diatrype, das habe ich im Mikro schon gesehen. Aber für diese braunen Sporen ist mir der Wirt auf dem Zweig nicht klar?! Deswegen meine Frage, wonach ich suchen könnte. Da in einem Präparat sicher einige 100 davon rumschwimmen, kann der Emmitent ja eigentlich nicht allzu weit entfernt sein. Aus der Rinde brechen noch irgendwelche schwarzen Pusteln hervor - eine andere Diatrype?

Jetzt werde ich also erstmal verschiedene Fotos machen und diese Pusteln unters Mikro nehmen (und abendessen). Ich melde mich später wieder... Dir schon mal herzlichen Dank!

Viele Grüße - Rika

Was die Sporen betrifft: Die Würstchen gehören klar zur Diatrype, das habe
ich im Mikro schon gesehen. Aber für diese braunen Sporen ist mir der Wirt
auf dem Zweig nicht klar?! Deswegen meine Frage, wonach ich suchen könnte.
Da in einem Präparat sicher einige 100 davon rumschwimmen, kann der
Emmitent ja eigentlich nicht allzu weit entfernt sein. Aus der Rinde
brechen noch irgendwelche schwarzen Pusteln hervor - eine andere Diatrype?

So, jetzt gibt´s Bilder vom Asco Nr. 3 auf diesem Ästchen. Eines vorweg: mit den braunen, gekappten Tropfen-Sporen hat der "Pustel-Krustel" nix zu tun. Mit der Orbilia beschäftige ich mich morgen, ist meine erste O. unter dem Mikro und meine Dritte überhaupt; da muss ich noch ein bisschen recherchieren, bis ich halbwegs weiß, wie es da auf und zu geht...

Die Innereien des Pustel-Krustels sehen toll aus - ich bin begeistert! Und muss noch mal probieren, das Hymenium (oder wie heißt das gleich wieder bei Perithecien?) alleine unter das Deckgläschen zu bekommen, damit alles besser auf einer Ebene liegt. Und es mal mit Baumwollblau probieren...

Die Sporen sind 24 - 28 µm lang, in der Mitte schon früh geteilt und eingeschnürt. Dann geht es mit elegantem Bogen an die spitzen Spitzen, auf jeder Seite mit 2 oder 3 Öltröpfchen. An den Spitzen glaube ich jeweils außen ein Gewuschel zu sehen, vielleicht wird es beim Färben deutlicher. Die Schläuche sind dickwandig und umfasssen gerade so die längs liegenden Sporen, also kein Stiel. Die Paraphysen sind sehr lang und dünn, auch gelegentlich verzweigt.

Das sind nun 3 verschiedene Ascos auf einem Ästchen: (1) Diatrype stigma ist klar, (2) Eine Orbilia, dank Ingo, (3) dieser hier, von dem ich hoffe, ihn mit Eurer Hilfe bestimmen zu können - aber immer noch kein Plan, woher die braunen Sporen mit dem gekappten Ende herkommen könnten.

Alle Tipps und Ideen sind willkommen!

Viele Grüße - Rika

Hallo Rika,

das erinnert mich etwas an Sporen von Lophiostoma.
Nur tue ich mich noch etwas schwer, die alle auseinander zu halten und Deine Makrofotos dazu kann ich auch nicht wirklich einordnen.

LG, Gábor

Hallo Rika,
das erinnert mich etwas an Sporen von Lophiostoma .
Nur tue ich mich noch etwas schwer, die alle auseinander zu halten und Deine
Makrofotos dazu kann ich auch nicht wirklich einordnen.
LG, Gábor

Hallo Gábor,
merci für Deine Antwort!

Wo ist genau das Problem bei den Makrofotos? Ich hatte vergessen, den Ø des Ästchens hier dazu zuschreiben: 18 mm. Die Fruchtkörper sind rund oder länglich im Bereich 1-2 mm, Höhe 0,3 - 0,6 mm. Sie sitzen auf dem Holz auf und spalten dann die Rinde = Makrofotos. Unter Auflicht zeigt das erste Bild den Frk. von oben, das Zweite im Vertikalschnitt.

Lophiostoma macrostomum hat tatsächlich solche Sporen (passt in Größe und Gestalt), wächst aber wohl auf Pflanzenstängeln (nicht auf Laubholzästen?) und ist wesentlich kleiner; die Gattung hat (oft oder immer?) nur eine Kammer.

Zu den braunen Sporen mit dem gekappten einen Ende hat niemand eine Idee?

Viele Grüße - Rika

Hallo Rika!

Was die Sporen betrifft: Die Würstchen gehören klar zur Diatrype, das habe
ich im Mikro schon gesehen. Aber für diese braunen Sporen ist mir der Wirt
auf dem Zweig nicht klar?! Deswegen meine Frage, wonach ich suchen könnte.
Da in einem Präparat sicher einige 100 davon rumschwimmen, kann der
Emmitent ja eigentlich nicht allzu weit entfernt sein. Aus der Rinde
brechen noch irgendwelche schwarzen Pusteln hervor - eine andere Diatrype?

Naja, untersuche doch einfach, was auf deinem Holz wächst.
Sich erst mikroskopisch mit unbekannten Sporen beschäftigen und dazu dann den Pilz suchen, halte ich für müßig und falsch rum angepackt.

Dein Orbilia-Vorschlag könnte schon passen, die Paraphysen sehen schon mal so : schlank und keulig aus wie auf Deiner HP. Die rundlichen "Zellen" hatte ich vor : allem im "Stiel"-Bereich gesehen.

Auch hier fängst du am besten vorne an, nämlich mit der Fruchtschicht und den Sporen.
Dabei guckst du schon mal, ob in wenig gedrücktem Zustand eine Exsudatschicht auf der Fruchtschicht (wie eine dünne Linie) liegt.
Als nächstes schaust du in die Asci, wie die Sporen ungefähr aussehen, und die suchst du dann freischwimmend.

VG Ingo W

Hallo Rika,

Das sind nun 3 verschiedene Ascos auf einem Ästchen: (1) Diatrype stigma ist
klar, (2) Eine Orbilia, dank Ingo, (3) dieser hier, von dem ich hoffe, ihn
mit Eurer Hilfe bestimmen zu können - aber immer noch kein Plan, woher die
braunen Sporen mit dem gekappten Ende herkommen könnten.

viele Fragen auf einmal. Schon bei (1) würde ich widersprechen wollen. Diatrype stigma ist für mich zunächst nicht eindeutig, es sei denn, Du fasst diese Art im weiteren Sinne auf. Dein Substrat könnte Fagus sein, vielleicht Corylus, da ist meist der stigma-Doppelgänger Diatrype decorticata zu finden, das könnte gut Dein Fund sein. Die Orbilia wirst Du wohl noch herausfinden - leider ist bei den Knopfbecherlingen nicht nur makroskopisch alles verdammt klein... Nr. 3 habe ich so nie gesehen, die Sporen gehen in die Lophiostoma-/Massarina-Richtung (und ähnliche kleinere Gattungen). Dass die in einem Stroma zu sitzen scheinen, ist allerdings merkwürdig. Da müsstest Du noch weitere Merkmale beurteilen, um evtl. zu einer Bestimmung zu kommen. Du könntest z.B. mal den Gattungsschlüssel in Aptroot, World Revision of Massarina, versuchen (gibt's irgendwo im Netz, ich glaube bei AF).
Die braunen Sporen mit den gekappten Enden sind sicher Konidien, die gekappten Enden die Stelle, an denen sie am Konidienträger hingen. Rein von der Form her habe ich keine zündende Idee. Zu einer sicheren Bestimmung müsste man - wie eigentlich bei allen nicht völlig eindeutigen Sporen - den Ursprung ermitteln, d.h. die Konidienträger finden. Auch die Bestimmung von sog. Hypho-und Coelomyceten ist oft alles andere als einfach. Die gängigen und charakteristischen kriegt man meist ganz gut raus.
Soweit meine bescheidene Meinung.

Viele Grüße, Jesko

Hallo Ingo!

Naja, untersuche doch einfach, was auf deinem Holz wächst.
Sich erst mikroskopisch mit unbekannten Sporen beschäftigen und dazu dann den
Pilz suchen, halte ich für müßig und falsch rum angepackt.

Diese braunen Sporen sind mir ungefragt zugelaufen sie waren einfach zu Hauf in meinem ersten Präparat. Bei meinem heutigen Orbilia-Präparat sah ich nur wenige dieser Sporen auf dem Apothecium liegen. Das Ästchen habe ich zumindest makroskopisch schon mehrfach abgesucht und konnte außer den 3 genannten Ascos nix anderes Pilziges finden! Jeskos Konidien-Idee finde ich sehr einleuchtend - könnte das was sein, was man frei Auge vielleicht gar nicht sieht??

Auch hier fängst du am besten vorne an, nämlich mit der Fruchtschicht und den
Sporen.
Dabei guckst du schon mal, ob in wenig gedrücktem Zustand eine Exsudatschicht
auf der Fruchtschicht (wie eine dünne Linie) liegt.
Als nächstes schaust du in die Asci, wie die Sporen ungefähr aussehen, und
die suchst du dann freischwimmend.
VG Ingo W

Hier das Ergebniss meiner Bemühungen in Sachen Orbilia: Nachdem ich nun dank Ingo und u.a. seiner HP etwas genauer wusste, nach was ich zu schauen habe, fand ich
- mit 8 Sporen gefüllte Asci, die apikal abgeflacht sind
- keine freischwimmenden Sporen (bzw. 2 Stück bei 320x, die ich mit 800x nicht wiederfand)
- die Sporen sind auf alle Fälle lang, dünn und leicht gebogen (mehr konnte ich nicht erkennen)
- keulig-kopfige Paraphysen mit blauen Häubchen (auch unangefärbt)
- fadenförmige Paraphysen (?)
- dass die Strukturen gar nicht so winzig sind.

Hier die Mikro-Fotos, alle 800x, der Okularausschnitt entspricht Ø 390 µm; mit Baumwollblau angefärbt (außer dem letzten Bild):

Als Mikro- und Orbilia-Anfängerin wäre ich um Eure Interpretation dankbar!
Ingo, könntest Du mir als s.o. bitte erklären, was eine Exsudatschicht ist (ich hab´s beim Googeln nicht gefunden)?

Viele Grüße - Rika

Als Mikro- und Orbilia-Anfängerin wäre ich um Eure Interpretation dankbar!

Hallo Rika!

Ingo, könntest Du mir als s.o. bitte erklären, was eine Exsudatschicht ist
(ich hab´s beim Googeln nicht gefunden)?

"Exsudat" ist wohl eher ein unpassender Ausdruck. Hier ist es als Gelschicht bezeichnet, das ist wohl treffender:
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/orbilia-vinosa-110116-mcol-0213511.php?group_id=...

Deiner hat das auf jeden Fall, die Überreste sind jetzt blau angefärbt als Haube auf den Paraphysen.
Dann hätten wir als Merkmal die teilweise apikal gestutzten Paraphysen, den goldigen Inhalt, der besonders basal in der Fruchtschicht auffällt, aber auch apikal in den schon recht gut ersichtlich keuligen Paraphysen.

- die Sporen sind auf alle Fälle lang, dünn und leicht gebogen (mehr konnte
ich nicht erkennen)

Probier mal verschiedene Becher aus. Die sind nicht immer alle gleichreif.

- keulig-kopfige Paraphysen mit blauen Häubchen (auch unangefärbt)

Na das geht nicht. Also die Hauben sind schon nur dann blau, wenn du auch mit Blau anfärbst.

Nach allem, was wir bisher haben, ist der Favorit momentan Orbilia xanthoguttulata.
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/orbilia-xanthoguttulata-121231-01xsr-coljj31811.php

Die Art leuchtet makroskopisch im Vergleich zu anderen Orbilien sehr orange, kann marginal leicht geriffelt sein, ist mitunter recht dickfleischig (im Vergleich zu anderen), neigt etwas zur Stielbildung und wächst auf Weide.

Aber letztendlich werden uns die Sporen weiterhelfen.
Kannst du bloß 800fach? Keine 1000?

Übrigens muss man oft die Augen auf die unscheinbaren Sporen erst einstellen, damit man die freischwimmenden Sporen wahrnimmt.

VG Ingo W

Hallo Ingo!

Probier mal verschiedene Becher aus. Die sind nicht immer alle gleich reif.

Es waren bisher 3 verschiedene Becher, ich habe eh nur die größeren genommen. Vielleicht bringt es was, das Ästchen in einer feuchten Box zu lagern - Nachreifung?

Na das geht nicht. Also die Hauben sind schon nur dann blau, wenn du auch mit
Blau anfärbst.

Schau Dir das Foto an - ich fand, die Hauben haben auch bei desem nichtgefärbten Frk. ein bläuliches Aussehen!?

Nach allem, was wir bisher haben, ist der Favorit momentan Orbilia
xanthoguttulata.
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/orbilia-xanthoguttulata-121231-01xsr-coljj31811.php

Zur Vorbereitung für die heutigen Mikro-Versuche hatte ich sämtliche Deiner Orbilia-Seiten inkl. aller Fotos inkl. Text angeschaut

Die Art leuchtet makroskopisch im Vergleich zu anderen Orbilien sehr orange,
kann marginal leicht geriffelt sein, ist mitunter recht dickfleischig (im
Vergleich zu anderen), neigt etwas zur Stielbildung und wächst auf Weide.

Im angetrockneten Zustand ist sie knallig orange, aber nass würde ich "dunkelgelb" sagen. Als Unterschied zu meinen anderen beiden Orb.-Funde finde ich diese hier weniger durchscheinend, insofern vielleicht farbintensiver?

Aber letztendlich werden uns die Sporen weiterhelfen.
Kannst du bloß 800fach? Keine 1000?

Ich kann 100x8 oder 100x12,5 als größte Vergrößerung, wobei ich das 8x-Okular bevorzuge, weil es damit eine schärfere/konstrastreiche Abbildung gibt. Das Mikroskop ist 40 Jahre alt und hat trotz Zeiss eben nicht die optimale Optik/Lichtstärke der Linsen.

Übrigens muss man oft die Augen auf die unscheinbaren Sporen erst einstellen,
damit man die freischwimmenden Sporen wahrnimmt.

Zwei Sporen hatte ich ja mit 320x (40x8) gesehen... aber spätestens nach der Färberei mit anschließendem Spülgang sind die wenigen freien Sporen wahrscheinlich größtenteils im Absaug-Filterpapier gelandet. Hast Du mir dagegen einen Tipp?

Danke und viele Grüße
Rika

Hallo,

Schau Dir das Foto an - ich fand, die Hauben haben auch bei desem
nichtgefärbten Frk. ein bläuliches Aussehen!?

das ist nur Lichtbrechungseffekt.
Das findet man so auch oft bei Sporen und sonstigen Zellwänden, weswegen Leute bisweilen Schwierigkeiten haben, amyloides Strukturen zu erkennen bzw. als nicht-amyloid oder amyloid eizuschätzen.

beste Grüße,
Andreas

Hallo Jesko,

dank Dir für Deine Antwort! Ja, soviele Fragen auf einem 15 cm langen Laubholz-Ästchen...

Mit der Klärung des Substrat wird es nicht einfach werden, wobei ich Hasel vom Fundort her ziemlich sicher ausschließen möchte - außer, es hat jemand das Ästchen dort mitten in den Wald geworfen. In diesem vor gut 20 Jahren gepflanzten Trauben-Eichen-Wald stehen vereinzelt zudem Rotbuche, Hainbuche, (meist Berg-)Ahorn, Esche, Linde, Birke, Wildkirsche, Weiden - und Totholz von alledem liegt massenhaft herum. Die Ansätze der abgebrochenen Zweige haben an diesem Ästchen einen Abstand von rund 5 cm und sind jeweils um 90° verdreht. Ich zähle 5 Jahresringe, die das Ästchen gebraucht hat, um auf Ø 18 mm zu kommen. Vielleicht grenzt dies und die dünne, glänzende Rinde die Möglichkeiten ein bisschen ein?

Den Aptroot-Aufsatz habe ich gefunden - 74 Seiten! Und der Schlüssel fängt schon mit einer schwierigen Frage an. Woher kann ich wissen, wie sich die Wandschichten des Ascus verhalten (uni- oder bitunicat)? Und dann folgen noch viele Asco-Fachbegriffe, die ich nicht kenne und auch nicht im Netz finde. Da bräuchte ich am besten einen geduldigen Pyreno-Fachmann an meiner Seite... Ich glaube, ich werde in diesem Fall die Waffen strecken müssen. Eigentlich schade, wo es sich doch augenscheinlich um eine nicht gerade gängige Art handelt.

Nun habe ich mal nachgeschaut, was Hypho-und Coelomyceten sind - und schließe daraus, dass ich den Urheber dieser braunen Sporen vermutlich wirklich nicht frei Aug finden werde. Hier tut es mir weniger leid, aufzugeben...

Zu Deinem letzten Satz: Du brauchst Deine Licht wirklich nicht so unter den Scheffel zu stellen

Viele Grüße - Rika

Hallo Rika,
viele Fragen auf einmal. Schon bei (1) würde ich widersprechen wollen.
Diatrype stigma ist für mich zunächst nicht eindeutig, es sei denn, Du
fasst diese Art im weiteren Sinne auf. Dein Substrat könnte Fagus sein,
vielleicht Corylus, da ist meist der stigma-Doppelgänger Diatrype
decorticata zu finden, das könnte gut Dein Fund sein. Die Orbilia wirst Du
wohl noch herausfinden - leider ist bei den Knopfbecherlingen nicht nur
makroskopisch alles verdammt klein... Nr. 3 habe ich so nie gesehen, die
Sporen gehen in die Lophiostoma-/Massarina-Richtung (und ähnliche kleinere
Gattungen). Dass die in einem Stroma zu sitzen scheinen, ist allerdings
merkwürdig. Da müsstest Du noch weitere Merkmale beurteilen, um evtl. zu
einer Bestimmung zu kommen. Du könntest z.B. mal den Gattungsschlüssel in
Aptroot, World Revision of Massarina, versuchen (gibt's irgendwo im Netz,
ich glaube bei AF).
Die braunen Sporen mit den gekappten Enden sind sicher Konidien, die
gekappten Enden die Stelle, an denen sie am Konidienträger hingen. Rein
von der Form her habe ich keine zündende Idee. Zu einer sicheren
Bestimmung müsste man - wie eigentlich bei allen nicht völlig eindeutigen
Sporen - den Ursprung ermitteln, d.h. die Konidienträger finden. Auch die
Bestimmung von sog. Hypho-und Coelomyceten ist oft alles andere als
einfach. Die gängigen und charakteristischen kriegt man meist ganz gut
raus.
Soweit meine bescheidene Meinung.
Viele Grüße, Jesko

Hallo,
das ist nur Lichtbrechungseffekt.
Das findet man so auch oft bei Sporen und sonstigen Zellwänden, weswegen
Leute bisweilen Schwierigkeiten haben, amyloides Strukturen zu erkennen
bzw. als nicht-amyloid oder amyloid eizuschätzen.
beste Grüße,
Andreas

Hallo Andreas!
Danke für die Aufklärung! Dasselbe tritt wohl auch bei den Tröpfchen in Sporen auf, sie erscheinen oftmals grün.
Gute Nacht - Rika

Hallo Rika!

Zwei Sporen hatte ich ja mit 320x (40x8) gesehen... aber spätestens nach der
Färberei mit anschließendem Spülgang sind die wenigen freien Sporen
wahrscheinlich größtenteils im Absaug-Filterpapier gelandet. Hast Du mir
dagegen einen Tipp?

Hauptaugenmerk sind ja jetzt erst mal die Sporen. Also wäre die 1. Variante: verzichte auf Färben und Spülen. Müsstest die Sporen ja trotzdem sehen.

Findest du keine frei schwimmenden Sporen, versuche die Form im Ascus zu ergründen.
Oder quetsche die mit Gewalt raus (größerer Druck auf Deckglas oder Verrutschen des Deckglases) aus dem Ascus, erst mal nur für die Vorstellung der Sporenform.

Spricht auch nichts dagegen, dass du dein Präparatstück gleich in das Färbemittel legst, dann gehen dir freischwimmende Sporen nicht durch Absaugen verloren.

Sollte auch das nichts bringen: Orbilien sind geduldig und gehen nicht so schnell kaputt.
Lichtdurchlässige Schachtel, relativ verdunstungsgeschützt durch dichten Deckel, darin was saugfähiges, das Wasser hält (Küchentuch, Moos). Zimmertemperatur mit ausreichend Licht (Fenster) macht sich gut, und mindestens 1x pro Tag lüften, dann sollten die in 1-2 Wochen reif sein.

Ich hatte jetzt eine über das neue Jahr, die hat 4 Wochen gebraucht, ist aber trotzdem gelungen.

VG Ingo W

Hallo Ingo,

das Ästchen habe ich gleich in die feuchte Box gepackt - merci für Deine Pflegeanleitung!

Angefärbt habe ich bei dieser Orbilia endlich Strukturen gesehen, z.B. die Sporen in den Asci. Vielleicht lege ich das Präparat am besten in verdünntes BW-Blau, leichte Färbung sollte genügen.

Jetzt aber eine andere Frage:
Wie unterscheidest Du aurantiorubra vs. xanthoguttulata anhand der Sporen? Die Form und Größe ist bei beiden Arten annähernd identisch. Die Asci unterscheiden sind auch nicht gerade gravierend. Ich hatte gehofft, die spezielle Färbung des goldbraunen Gekröses in den Paraphysen (unten und oben, dazwischen durchsichtig weißlich) könnte zur Unterscheidung herhalten?! Was siehst Du als entscheidendes Merkmal?

Viele Grüße - Rika

Hallo Rika!
Hauptaugenmerk sind ja jetzt erst mal die Sporen. Also wäre die 1. Variante:
verzichte auf Färben und Spülen. Müsstest die Sporen ja trotzdem sehen.
Findest du keine frei schwimmenden Sporen, versuche die Form im Ascus zu
ergründen.
Oder quetsche die mit Gewalt raus (größerer Druck auf Deckglas oder
Verrutschen des Deckglases) aus dem Ascus, erst mal nur für die
Vorstellung der Sporenform.
Spricht auch nichts dagegen, dass du dein Präparatstück gleich in das
Färbemittel legst, dann gehen dir freischwimmende Sporen nicht durch
Absaugen verloren.
Sollte auch das nichts bringen: Orbilien sind geduldig und gehen nicht so
schnell kaputt.
Lichtdurchlässige Schachtel, relativ verdunstungsgeschützt durch dichten
Deckel, darin was saugfähiges, das Wasser hält (Küchentuch, Moos).
Zimmertemperatur mit ausreichend Licht (Fenster) macht sich gut, und
mindestens 1x pro Tag lüften, dann sollten die in 1-2 Wochen reif sein.
Ich hatte jetzt eine über das neue Jahr, die hat 4 Wochen gebraucht, ist aber
trotzdem gelungen.
VG Ingo W

Hallo Rika,

. Vielleicht lege ich das Präparat am besten in
verdünntes BW-Blau, leichte Färbung sollte genügen.

Baumwollblau ist nur geeignet um die Sporenornamente sichtbar zu machen. Für alles andere ist BWB nicht geeignet, vor allem auch weil die Milchsäure (oder Lactophenol) in der es gelöst ist, sofort alle Strukturen abtötet. Und du kannst bei inoperculaten Ascos im allgemeinen, aber bei Orbilia mit ihren winzigen Strukten ganz im speziellen, nur lebendes Material wirklich gut sehen.
Das Mittel der Wahl wäre bei Orbilia auf jeden Fall eine wässrige Lösung von Brilliantkresylblau. KB-wässrig hat die Eigenschaft, den Sporenkörper (SB = spore Body) in den Sporen bei Orbilia tief blau zu färben. Das ist ein für die Bestimmung immens wichtiges Merkmal, genauso wichtig wie Sporenform und -größe.

In deinem Fall ist der SB auch zur Unterscheidung wichtig, denn er ist bei aurantiorubra nur 2-3 µm lang, bei xanthoguttulata aber 3,5-4 µm.
Die Paraphysen von xanthoguttulata sind oben mit gelben Guttulen besetzt und 3-4,5 µm breit, von der Form her ist die Spitze oft etwas spindelig. Bei aurantiorubra sind die Guttulen in den Paraphysenspitzen weniger und vor allem hyalin, die Paraphysenspitzen sind zylindrisch oder etwas keulig, aber nur 2,5-3,5 µm breit.

Auf der Rinde von Weide können beide vorkommen, auch auf anderen Laubbäumen. Die xanthoguttulata wohl sogar auf Fichte.

Optisch fällt die xanthoguttulata schon durch ihre goldgelben Fruchtkörper auf, während aurantiorubra eher lachsfarben-orange ist.

Wenn Du im Frühjahr in Buschweiden-Biotopen an den toten ansitzenden Ästen suchst, wirst Du bestimmt fündig. Wenn Du Glück hast, dann ist Encoelia fimbriata auch mit dabei. Und Exidia recisa. Und Phaeomarasmius erinaceus.

beste Grüße,
Andreas

Hallo Rika!

Angefärbt habe ich bei dieser Orbilia endlich Strukturen gesehen, z.B. die
Sporen in den Asci. Vielleicht lege ich das Präparat am besten in
verdünntes BW-Blau, leichte Färbung sollte genügen.

Ich habe da ja beste Erfahrungen mit Kongorot-SDS, allgemein und auch bei Orbilia (z.B. bei anderen Orbiia-Arten, bei denen die glasige Apikal-Verdickung in den Asci wichtig ist), hier unten rechts:
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/orbilia-aristata-120124-mcol-0225801.php?group_i...

Habe da noch nichts besseres gefunden für diese Anfärbung.

Wie Andreas schon sagt, ist wässriges Brillant-Kresylblau bei Orbilia ausgezeichnet, weil es bei vitalen Sporen den Sporenkörper anfärbt.
Hat keiner außer Andreas in seinem Shop, kannst du also mal ein paar Euronen investieren, ist sehr gut brauchbar.

Übrigens bringt das Andreas gerade durcheinander, wenn er nachfolgend das hier schreibt....

In deinem Fall ist der SB auch zur Unterscheidung wichtig, denn er ist bei : aurantiorubra nur 2-3 µm lang, bei xanthoguttulata aber 3,5-4 µm.

.....denn O. aurantiorubra hat den längeren Sporenkörper (Sporebody = SB).

Ich hatte gehofft, die spezielle Färbung des goldbraunen
Gekröses in den Paraphysen (unten und oben, dazwischen durchsichtig
weißlich) könnte zur Unterscheidung herhalten?!

Also bei meinen Funden bisher hat das auch so gepasst wie du es vermutest. Eben, weil O. xanthoguttulata diese 2 "Goldschichten" im Fruchtschicht-Überblick hat (oben rechts):
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/orbilia-xanthoguttulata-121231-mcol-03jj31841.ph...

Was siehst Du als
entscheidendes Merkmal?

Naja, die Gesamtheit der angesprochenen Dinge. Also Länge Sporenkörper und Paraphysen (Apikalbreite und -inhalt).
Dazu kommt, dass O. xanthoguttulata hauptsächlich auf Weide wächst (der blasse Fichtenfund, den Andreas erwähnt, schlägt völlig aus der Reihe).

VG Ingo W

Hallo Ingo und Andreas!

Vorweg möchte ich Euch mal sagen, ich finde es toll, dass und wie Ihr mich Anfängerin hier geduldig durch den Mikro-Dschungel lotst! Ihr könnt Euch sicher sein, dass Eure Worte auf fruchtbaren Boden fallen... durch Eure beiden letzten Beiträge habe ich schon wieder einiges dazu gelernt!

So ist mir nun klar, dass ich meine seit November geplante Bestellung im Myko-Shop endlich in die Tat umsetzen werde - wobei das Warten den Vorteil hatte, jetzt besser zu wissen, was ich brauche (und in 3 Monaten werde ich sagen, wieso habe ich dies und jenes nicht auch gleich mitbestellt...).

Auf dem rechten oberen Bild hier http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/orbilia-aristata-120124-mcol-0125791.php?group_i... habe ich gesehen, wie so ein SB aussieht. Was ist das eigentlich? Entsteht hieraus einmal der Keim?

Die Orbilia wächst und gedeiht in der Box und wird sich schon noch solange halten, bis ich die passenden Reagenzien habe, notfalls schicke ich sie in der Kälte-Trockenschlaf...

Heute habe ich mich nochmal eingehend mit dem Pustel-Krustel-Pyreno (Asco 3) befasst und 50 Fotos am Mikro gemacht... und versuche herauszufinden, wie ich Diatrype stigma von D. decorticata unterscheiden kann?! Die allantoiden Sporen beider Arten sollen 7-9 x 1,4-1,8 haben.

Viele Grüße - Rika

Hallo Rika!
Ich habe da ja beste Erfahrungen mit Kongorot-SDS, allgemein und auch bei
Orbilia (z.B. bei anderen Orbiia-Arten, bei denen die glasige
Apikal-Verdickung in den Asci wichtig ist), hier unten rechts:
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/orbilia-aristata-120124-mcol-0225801.php?group_i...
Habe da noch nichts besseres gefunden für diese Anfärbung.
Wie Andreas schon sagt, ist wässriges Brillant-Kresylblau bei Orbilia
ausgezeichnet, weil es bei vitalen Sporen den Sporenkörper anfärbt.
Hat keiner außer Andreas in seinem Shop, kannst du also mal ein paar Euronen
investieren, ist sehr gut brauchbar.
Übrigens bringt das Andreas gerade durcheinander, wenn er nachfolgend das
hier schreibt....
.....denn O. aurantiorubra hat den längeren Sporenkörper (Sporebody = SB).
Also bei meinen Funden bisher hat das auch so gepasst wie du es vermutest.
Eben, weil O. xanthoguttulata diese 2 "Goldschichten" im
Fruchtschicht-Überblick hat (oben rechts):
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/orbilia-xanthoguttulata-121231-mcol-03jj31841.ph...
Naja, die Gesamtheit der angesprochenen Dinge. Also Länge Sporenkörper und
Paraphysen (Apikalbreite und -inhalt).
Dazu kommt, dass O. xanthoguttulata hauptsächlich auf Weide wächst (der
blasse Fichtenfund, den Andreas erwähnt, schlägt völlig aus der Reihe).
VG Ingo W

Hallo Rika!

Myko-Shop endlich in die Tat umsetzen werde - wobei das Warten den Vorteil
hatte, jetzt besser zu wissen, was ich brauche (und in 3 Monaten werde ich
sagen, wieso habe ich dies und jenes nicht auch gleich mitbestellt...).

Naja, sieh es positiv und schau auch mal zur Literatur.
Mal öfter was bestellen, macht auch nicht wirklich ärmer.

habe ich gesehen, wie so ein SB aussieht. Was ist das eigentlich?
Entsteht hieraus einmal der Keim?

Weiß nicht, ob Andreas noch mitliest. Ich kann dir das zumindest nicht beantworten.
Ich könnte aber natürlich bei nächster Gelegenheit an aller oberster Orbilia-Stelle mal nachfragen.
Guy Marson wüsste es vielleicht auch, falls es da überhaupt schon was Plausibles als Antwort gibt.

Die Orbilia wächst und gedeiht in der Box und wird sich schon noch solange
halten, bis ich die passenden Reagenzien habe, notfalls schicke ich sie in
der Kälte-Trockenschlaf...

Naja, aber bedenke, bei Kälteschlaf reift nichts.
Das ist ja immer der Unsinn mit den Lorcheln im Kühlschrank: Halten sich ewig - und sind (o Gott!) nach 3 Monaten immer noch nicht reif! :)

befasst und 50 Fotos am Mikro gemacht... und versuche herauszufinden, wie
ich Diatrype stigma von D. decorticata unterscheiden kann?! Die
allantoiden Sporen beider Arten sollen 7-9 x 1,4-1,8 haben.

Nicht meine Baustelle. Aber die Unterschiede sollten schon irgendwo beschrieben sein, denke ich.

VG Ingo W

Hallo ´le

Weiß nicht, ob Andreas noch mitliest. Ich kann dir das zumindest nicht
beantworten.

gemeint sind wohl diese Orbilia-typischen SBs, und SCBs..

was Plausibles als Antwort gibt.

tja, gibt es m.W. nicht. Aus welchen Stoffen sie bestehen, ist auch nicht bekannt. In Kulturen lassen sich "die Dinger" nicht derart anreichern, dass man ihnen mit Massenspektrometrie beikommen könnte. Also alles bloss Vermutungen. Die SBs werden erst kurz vor der Sporenreife angelegt, die SCBs oft schon früher. Beide haben aber nichts miteinander zu tun. SBs sind (bei Orbilien) meist vorhanden, SCBs sind seltener, und wenn vorhanden, dann oft bei Arten mit recht langen Wachstumsperioden (1 Monat bis etwas 1 Jahr, in ariden Gegenden gerne sogar länger). Der SB ist m.E. nicht der Anfang vom Keimporus. Wozu der aber gut ist, ist nicht bekannt. Ebensowenig, warum der nur bei den (eher primitiven) Orbiliomycetes vorkommt, und warum "modernere" Pilzarten den nicht übernommen haben. Gleiches gilt für die SCBs.

BTW: die Bestimmung auf xanthoguttulata ist m.M. ziemlich sicher. Nix spricht dagegen. Das Substrat sieht mir - der Rinde nach zu beurteilen - sehr nach Corylus aus. Darauf hatte ich O. xanthoguttulata noch nicht, auf Salix caprea und Populus tremula aber schon einige Male. Sie zu finden ist so schwer nicht: Leuchtend gelbe Punkte an Bast, meist in Wunden oder an loser Rinde, und dort oft am Rand und in Spalten und in Löchern der Epidermis(....).

Schöne Grüsse aus dem verschifften Westen,

Guy

.................................. und versuche herauszufinden, wie
ich Diatrype stigma von D. decorticata unterscheiden kann?! Die
allantoiden Sporen beider Arten sollen 7-9 x 1,4-1,8 haben.

Hallo Rika,

da der liebe Ingo die Doch-Auch-Asco-Gattung Diatrype nun zur fremden Baustelle erklärt hat, hier vielleicht von mir ein paar Anmerkungen, der wohl ich es war, der Dir auch noch die letzte Gewissheit auf diesem Laubholzästchen nehmen musste, auch wenn es meinen Baustellen nun wirklich noch ferner liegt.

Ich weiß nicht, wo Du die Sporenmaße für D. stigma hergenommen hast. Die Ascosporen von D. stigma sind größer als bei decorticata, sie gehen in der Länge regelmäßig bis 10 und teils auch deutlich darüber hinaus. D. stigma hat eine dunkle, fast schwärzliche Stromaoberfläche, die Ostiolen sind nur wenig gefurcht. D. decorticata hat das flachere Stroma mit einer (zumindest in weiten Bereichen) eher rostbraunen, teils auch etwas schmutzig-grünlichen Oberfläche, die Ostiolen sind sehr deutlich gefurcht (sehr große Lupenvergrößerung oder Mikroskop mit Auflicht). Wenn Du das mal nachvollziehen willst, solltest Du gezielt Kollektionen von Eiche (fast immer D.stigma) und Buche (fast immer D. decorticata) vergleichen. Rappaz, der (ich glaube 1987) Ordnung in stigma und decorticata gebracht hat, ging sogar davon aus, dass auf Eiche nur stigma und auf Buche nur decorticata vorkomme. Ganz so absolut ist das vielleicht nicht, aber die Einschätzung stammt schließlich aus einer berufenen Feder, also sollte da was dran sein.
Bei den meisten Kartierern ist es anscheinend gängige Praxis, D. stigma als Sammelart aufzufassen, daher die zahlreichen Meldungen mit dem Substrat Fagus (dürften sich wohl zu mindestens 95% auf decorticata beziehen). Ein „flächiges Eckenscheibchen“ muss man sich schon genauer anschauen. Nach meiner Kenntnis unterscheidet man da heute immerhin 5 Sippen, deren Eigenständigkeit auch durch Unterschiede bei den Konidienmaßen und im Kulturverhalten abgesichert scheint... Ein (hoffentlich noch einigermaßen aktueller) Schlüssel findet sich in Chelbicki & Krzyzanowska 1995, Notes on Pyrenomycetes and Coelomycetes from Poland 3 ..., irgendwo im Netz. Solltest Du das und die genannte Arbeit von Rappaz noch nicht aufgetrieben haben/auftreiben können, dann gib bitte einen kurzen Wink!

Viele Grüße, Jesko

Hallo Jesko,

herzlichen Dank für Deine ausführliche Antwort! Ich glaube, nicht alle Asco-Freunde mögen auch die schwarzen Krusten

Das Substrat mit diesen 3 verschiedenen Ascos drauf werde ich vermutlich nicht herausbringen. Es kann wirklich fast alles Laubholziges sein. Ist ja nett: die Diatrype möchte wohl Buche, die Orbilia Hasel... (Gestern habe ich mir noch Pyreno-Nachschub geholt, darunter ein "Flächiges" Eckenscheibchen auf Birke (damit ich einmal ein eindeutiges Substrat habe), das ja dann Diatrype undulata mit noch kürzeren Sporen sein könnte/sollte - muss ich aber erst noch anschauen.)

Die Diatrype hatte ich inzwischen nochmal unterm Mikro und ein paar weitere Fotos gemacht, Auflicht siehe unten. Aus zwei Präparaten folgte eine Sporenmessung (23 Sporen): (6,1)-6,7-(7,5) x (1,1)-1,4-(1,6)

Den Sporen nach passt nun D. decorticata, der schwarzen Stromaoberfläche nach eher D. stigma, im u.a. Schlüssel wird nach erhabenen/konischen Ostiolen gefragt - was ist "bark parenchym"?

Als Literatur habe ich versucht, hiermit zu schlüsseln, mir fehlen aber noch so einige Fachbegriffe. http://www.fungaldiversity.org/fdp/sfdp/17-11.pdf
Ich denke, das ist eh Deinen Schlüssel-Tipp - oder?

Die Stromaoberfläche kann so

oder so aussehen:

Das ist die oberste Schicht von unten her gesehen (Achtung - event. optische Täuschung - es handelt sich um konkave Vertiefungen):

Das ist ein schräger Schnitt durch die gesamte Schicht:

Was meinst Du nun dazu?

Übrigens habe ich gestern noch zwei Ästchen aufgesammelt, um an Asco-Nr. 3 (der mit den Lophiostoma-/Massarina-ähnlichen Sporen) weiter zu forschen. Es ist wirklich alles das Gleiche, müssste also doch eine kommune Art sein.

Viele Grüße - Rika

Hallo Rika,
da der liebe Ingo die Doch-Auch-Asco-Gattung Diatrype nun zur fremden
Baustelle erklärt hat, hier vielleicht von mir ein paar Anmerkungen, der
wohl ich es war, der Dir auch noch die letzte Gewissheit auf diesem
Laubholzästchen nehmen musste, auch wenn es meinen Baustellen nun wirklich
noch ferner liegt.
Ich weiß nicht, wo Du die Sporenmaße für D. stigma hergenommen hast. Die
Ascosporen von D. stigma sind größer als bei decorticata, sie gehen in der
Länge regelmäßig bis 10 und teils auch deutlich darüber hinaus. D. stigma
hat eine dunkle, fast schwärzliche Stromaoberfläche, die Ostiolen sind nur
wenig gefurcht. D. decorticata hat das flachere Stroma mit einer
(zumindest in weiten Bereichen) eher rostbraunen, teils auch etwas
schmutzig-grünlichen Oberfläche, die Ostiolen sind sehr deutlich gefurcht
(sehr große Lupenvergrößerung oder Mikroskop mit Auflicht). Wenn Du das
mal nachvollziehen willst, solltest Du gezielt Kollektionen von Eiche
(fast immer D.stigma) und Buche (fast immer D. decorticata) vergleichen.
Rappaz, der (ich glaube 1987) Ordnung in stigma und decorticata gebracht
hat, ging sogar davon aus, dass auf Eiche nur stigma und auf Buche nur
decorticata vorkomme. Ganz so absolut ist das vielleicht nicht, aber die
Einschätzung stammt schließlich aus einer berufenen Feder, also sollte da
was dran sein.
Bei den meisten Kartierern ist es anscheinend gängige Praxis, D. stigma als
Sammelart aufzufassen, daher die zahlreichen Meldungen mit dem Substrat
Fagus (dürften sich wohl zu mindestens 95% auf decorticata beziehen). Ein
„flächiges Eckenscheibchen“ muss man sich schon genauer anschauen. Nach
meiner Kenntnis unterscheidet man da heute immerhin 5 Sippen, deren
Eigenständigkeit auch durch Unterschiede bei den Konidienmaßen und im
Kulturverhalten abgesichert scheint... Ein (hoffentlich noch einigermaßen
aktueller) Schlüssel findet sich in Chelbicki & Krzyzanowska 1995,
Notes on Pyrenomycetes and Coelomycetes from Poland 3 ..., irgendwo im
Netz. Solltest Du das und die genannte Arbeit von Rappaz noch nicht
aufgetrieben haben/auftreiben können, dann gib bitte einen kurzen Wink!
Viele Grüße, Jesko

Hallo Guy (und Ingo und alle anderen),

erstmal meinen Respekt, dass Du Dich durch diesen inzwischen umfangreichen und verzweigten Thread durchgelesen hast! Und dann herzlichen Dank für Deine SB/SBC-Erläuterungen + Einschätzung dieser Orbilia!

Das Substrat wird sich nicht wirklich bestimmen lassen, siehe auch meine heutige Antwort an Jesko zu der Diatrype.

Woran kann ich makroskopisch erkennen, ob die Orbilia reif ist? Ich möchte nicht auf Verdacht hin alle paar Tage einen Frk. "opfern". Die Großen sind eher rar und seither in der feuchten Box am Fenster nicht gewachsen.

Gestern habe ich mir Kongorot NH3 aus dem Nachhbardorf ausgeliehen, finde aber weder im Erb/Matheis noch im Myko-Wörterbuch von Dörfelt den Unterschied zu SDS und eine Anleitung zum richtigen Gebrauch... dann könnte ich an der Orbilia noch ein bisschen üben

Viele Grüße - Rika

Hallo ´le
gemeint sind wohl diese Orbilia-typischen SBs, und SCBs..
tja, gibt es m.W. nicht. Aus welchen Stoffen sie bestehen, ist auch nicht
bekannt. In Kulturen lassen sich "die Dinger" nicht derart
anreichern, dass man ihnen mit Massenspektrometrie beikommen könnte. Also
alles bloss Vermutungen. Die SBs werden erst kurz vor der Sporenreife
angelegt, die SCBs oft schon früher. Beide haben aber nichts miteinander
zu tun. SBs sind (bei Orbilien) meist vorhanden, SCBs sind seltener, und
wenn vorhanden, dann oft bei Arten mit recht langen Wachstumsperioden (1
Monat bis etwas 1 Jahr, in ariden Gegenden gerne sogar länger). Der SB ist
m.E. nicht der Anfang vom Keimporus. Wozu der aber gut ist, ist nicht
bekannt. Ebensowenig, warum der nur bei den (eher primitiven)
Orbiliomycetes vorkommt, und warum "modernere" Pilzarten den
nicht übernommen haben. Gleiches gilt für die SCBs.
BTW: die Bestimmung auf xanthoguttulata ist m.M. ziemlich sicher. Nix spricht
dagegen. Das Substrat sieht mir - der Rinde nach zu beurteilen - sehr nach
Corylus aus. Darauf hatte ich O. xanthoguttulata noch nicht, auf Salix
caprea und Populus tremula aber schon einige Male. Sie zu finden ist so
schwer nicht: Leuchtend gelbe Punkte an Bast, meist in Wunden oder an
loser Rinde, und dort oft am Rand und in Spalten und in Löchern der
Epidermis(....).
Schöne Grüsse aus dem verschifften Westen,
Guy

Hallo Rika,

Das Substrat wird sich nicht wirklich bestimmen lassen, siehe auch meine
heutige Antwort an Jesko zu der Diatrype.

Wie ich sehe, kriegst Du gute Nahgaufnahmen hin. Solltest Du noch einen ausreichend langen Ast übrig haben, so brich ihn doch einfach mal quer - nicht durchschneiden, einfach mit zwei Händen fassen und die freie Mitte über einer Kante (z. B. einer Mauer, oder Treppe, o.ä.) brechen. Dann könntest Du ein Bild der geradesten Stelle des Bruches, die etwa rechtwinklig zur Längsachse des Astes steht, anfertigen (so nah wie möglich rangehen, etwa so wie die Diatrype-Makros aufgenommen wurden) und hier einstellen. Etliche Substrate lassen sich so bestimmen.

Woran kann ich makroskopisch erkennen, ob die Orbilia reif ist?

Tja, also am einfachsten an den Sporenkörpern (SB). Wenn die Sichtbar sind, sind etliche Asci reif, und die Art dürfte bestimmbar sein.

Ich möchte
nicht auf Verdacht hin alle paar Tage einen Frk. "opfern". Die
Großen sind eher rar und seither in der feuchten Box am Fenster nicht
gewachsen.

Ja, so ist das mit dem Nachreifen.. Besser ist, man merkt sich die Stelle wo man die Art gefunden hat, belässt einen Teil gleich dort (markiert die Stelle und den Ast) und nach ein bis zwei Monaten hat sich sicher was getan, ausser mitten im warmen Sommer, dann pennt das Wachstum (-> Dormancy).

Gestern habe ich mir Kongorot NH3 aus dem Nachhbardorf ausgeliehen, finde
aber weder im Erb/Matheis noch im Myko-Wörterbuch von Dörfelt den
Unterschied zu SDS und eine Anleitung zum richtigen Gebrauch... dann
könnte ich an der Orbilia noch ein bisschen üben

Das Zeug ist absolut tödlich, bringt bei Orbilien keine Erkenntnisse und killt bei vitalen Pilzen mehr Merkmale als es hervorhebt. Wie Ingo schon schrieb, kann man mit Kongorot-SDS Askusapikalapparate sichtbar machen. Viel mehr ist auch damit m.W. nicht zu färben. Wie Ingo und/oder Andreas schrieben, ist Brillantkresylblau (CRB) in Wasser gelöst, ein brauchbares Färbemittel, damit wird der SB oft besser sichtbar. Auch andere Pilz geben damit was her, was aber immer eine Frage der Interpretation ist (...). Aber eigentlich ist der SB (bei Orbilien) auch ohne Färbung, bei reifen Fruchtkörpern, eindeutig erkennbar (siehe die Bilder von Ingo, dort ist alles toll zu sehen).

Viele Grüße - Rika

Verregnete Grüsse zurück ;)

Guy

Hallo Guy,

jetzt bin ich aber neugierig, ob Du das Substrat rausbekommst )
Ich habe das Orbilia-freie Ende problemlos über die Tischkante gebrochen - das Ästchen ist ja schon soo morsch. Und bin erstaunt, welche Details ich nun auf dem Foto erkennen kann (trotzdem habe ich noch keinen Plan...).

Zum Größenvergleich: der Ast hat Ø 18 mm. Die schwarze Kruste drumrum ist die Diatrype. Bemerkenswert sind die 5 oder 6 äußeren Längsrillen, die oberen sieht man nicht so gut, weil dort ein Trieb ist. Das würde m.E. gegen Hasel sprechen.

Den größten Teil dieses Astes habe ich schon am Standort gelassen und werde ihn wahrscheinlich auch wiederfinden, falls weitere Orbilias drauf wären. Heute hat es zum Glück auch hier mal wieder geregnet, der Wind hatte die letzten Tage alles trocken geblasen.

Noch einen Blau-Frage:
Bei Andreas gibt es einfaches Brilliantkresylblau und Brilliantkresylblau/Lactoglycerol - welches würdest Du empfehlen und wie wendet man es richtig an?

Viele Grüße - Rika

Hallo Rika,
Wie ich sehe, kriegst Du gute Nahgaufnahmen hin. Solltest Du noch einen
ausreichend langen Ast übrig haben, so brich ihn doch einfach mal quer -
nicht durchschneiden, einfach mit zwei Händen fassen und die freie Mitte
über einer Kante (z. B. einer Mauer, oder Treppe, o.ä.) brechen. Dann
könntest Du ein Bild der geradesten Stelle des Bruches, die etwa
rechtwinklig zur Längsachse des Astes steht, anfertigen (so nah wie
möglich rangehen, etwa so wie die Diatrype-Makros aufgenommen wurden) und
hier einstellen. Etliche Substrate lassen sich so bestimmen.
Tja, also am einfachsten an den Sporenkörpern (SB). Wenn die Sichtbar sind,
sind etliche Asci reif, und die Art dürfte bestimmbar sein.
Ja, so ist das mit dem Nachreifen.. Besser ist, man merkt sich die Stelle wo
man die Art gefunden hat, belässt einen Teil gleich dort (markiert die
Stelle und den Ast) und nach ein bis zwei Monaten hat sich sicher was
getan, ausser mitten im warmen Sommer, dann pennt das Wachstum (->
Dormancy).
Das Zeug ist absolut tödlich, bringt bei Orbilien keine Erkenntnisse und
killt bei vitalen Pilzen mehr Merkmale als es hervorhebt. Wie Ingo schon
schrieb, kann man mit Kongorot-SDS Askusapikalapparate sichtbar machen.
Viel mehr ist auch damit m.W. nicht zu färben. Wie Ingo und/oder Andreas
schrieben, ist Brillantkresylblau (CRB) in Wasser gelöst, ein brauchbares
Färbemittel, damit wird der SB oft besser sichtbar. Auch andere Pilz geben
damit was her, was aber immer eine Frage der Interpretation ist (...).
Aber eigentlich ist der SB (bei Orbilien) auch ohne Färbung, bei reifen
Fruchtkörpern, eindeutig erkennbar (siehe die Bilder von Ingo, dort ist
alles toll zu sehen).
Verregnete Grüsse zurück ;)
Guy

Hallo Rika,

nach dem makroskopischen Foto der Diatrype in Deinem einleitenden Beitrag, auf dem rotbraune Bereiche der Stromaoberfläche gut zu erkennen sind (hatte ich nicht gleich geschrieben, dass das für mich am ehesten nach decorticata aussieht bzw. Buche oder Hasel gemutmaßt?), aufgrund der - soweit ich sehe - deutlich gefurchten Ostiolen und der Sporenmaße ist das meiner Meinung nach Diatrype decorticata. Diese kommt im Übrigen nicht nur auf Buche vor, auch auf Hasel ist sie ziemlich häufig und verabscheut auch andere Substrate nicht. Ich meine nur, wenn Du mal vergleichen willst, dann suche an Buche, weil das dann mit hoher Wahrscheinlichkeit decorticata sein wird. Dein Fund an Birke kann nun rein vom Substrat her fast alles (außer wahrscheinlich spilomea) sein. Ich finde an Birke in der Tat meistens undulata mit dem dicken Stroma und den kleinen Ascosporen.
"Bark parenchym" ist schlicht das (parenchymatische) Rindengewebe des Wirtsbaumes. Um die Ausbildung der Ostiolen zu beurteilen, kannst Du wie bei Deinen Fotos direkt von oben draufschauen, dann siehst Du die Furchen. Du kannst aber auch versuchen, schräg draufzuschauen oder auch einen Schnitt von der Seite zu betrachten, dann lässt sich besser beurteilen, wie weit die Ostiolen über die Stromaoberfläche ragen. Du könntest stärker vergrößern, also es z.B. mit dem Mikroskop mit einem mittelstarken Objektiv (10-20x) und Auflicht (einfach mehrere starke Lampen draufhalten) versuchen. Das aber nur so allgemein, bei dieser Diatrype-Aufsammlung würde ich wie gesagt kein Problem mit decorticata haben.
Den von Dir angegebenen Schlüssel meinte ich nicht, sondern den bei Chlebicki, der enthält nur die europäischen Arten und schlüsselt zunächst nach Ascosporengröße, das dürfte leichter zu handhaben sein.
Ich pack Dir mal die beiden Artikel zusammen und maile sie ...

Viele Grüße und viel Erfolg mit dem anderen Asco,
Jesko

Hallo Jesko,
herzlichen Dank für Deine ausführliche Antwort! Ich glaube, nicht alle
Asco-Freunde mögen auch die schwarzen Krusten
Das Substrat mit diesen 3 verschiedenen Ascos drauf werde ich vermutlich
nicht herausbringen. Es kann wirklich fast alles Laubholziges sein. Ist ja
nett: die Diatrype möchte wohl Buche, die Orbilia Hasel... (Gestern habe
ich mir noch Pyreno-Nachschub geholt, darunter ein "Flächiges"
Eckenscheibchen auf Birke (damit ich einmal ein eindeutiges Substrat
habe), das ja dann Diatrype undulata mit noch kürzeren Sporen sein
könnte/sollte - muss ich aber erst noch anschauen.)
Die Diatrype hatte ich inzwischen nochmal unterm Mikro und ein paar weitere
Fotos gemacht, Auflicht siehe unten. Aus zwei Präparaten folgte eine
Sporenmessung (23 Sporen): (6,1)- 6,7 -(7,5) x (1,1)- 1,4 -(1,6)
Den Sporen nach passt nun D. decorticata, der schwarzen Stromaoberfläche nach
eher D. stigma, im u.a. Schlüssel wird nach erhabenen/konischen Ostiolen
gefragt - was ist "bark parenchym"?
Als Literatur habe ich versucht, hiermit zu schlüsseln, mir fehlen aber noch
so einige Fachbegriffe. http://www.fungaldiversity.org/fdp/sfdp/17-11.pdf
Ich denke, das ist eh Deinen Schlüssel-Tipp - oder?
Die Stromaoberfläche kann so

oder so aussehen:
Das ist die oberste Schicht von unten her gesehen (Achtung - event. optische
Täuschung - es handelt sich um konkave Vertiefungen):
Das ist ein schräger Schnitt durch die gesamte Schicht:
Was meinst Du nun dazu?
Übrigens habe ich gestern noch zwei Ästchen aufgesammelt, um an Asco-Nr. 3
(der mit den Lophiostoma-/Massarina-ähnlichen Sporen) weiter zu forschen.
Es ist wirklich alles das Gleiche, müssste also doch eine kommune Art
sein.
Viele Grüße - Rika

Hallo Guy,
jetzt bin ich aber neugierig, ob Du das Substrat rausbekommst )

tja, das sieht m.E. nach Quercus aus. Gerne hätte ich dieses Bild näher gesehen, aber derart ausgeprägt grossporige Jahresringe und breite Markstrahlen, das ist m.E. Quercus, sogar Ulme kommt da nicht in Frage.

Ich habe das Orbilia-freie Ende problemlos über die Tischkante gebrochen -
das Ästchen ist ja schon soo morsch. Und bin erstaunt, welche Details ich
nun auf dem Foto erkennen kann (trotzdem habe ich noch keinen Plan...).

Zum Größenvergleich: der Ast hat Ø 18 mm. Die schwarze Kruste drumrum ist die
Diatrype. Bemerkenswert sind die 5 oder 6 äußeren Längsrillen, die oberen
sieht man nicht so gut, weil dort ein Trieb ist. Das würde m.E. gegen
Hasel sprechen.
Den größten Teil dieses Astes habe ich schon am Standort gelassen und werde
ihn wahrscheinlich auch wiederfinden, falls weitere Orbilias drauf wären.
Heute hat es zum Glück auch hier mal wieder geregnet, der Wind hatte die
letzten Tage alles trocken geblasen.
Noch einen Blau-Frage: Bei Andreas gibt es einfaches Brilliantkresylblau und
Brilliantkresylblau/Lactoglycerol - welches würdest Du empfehlen und wie
wendet man es richtig an?

Ich kenne bloss wässriges Brillant-CRB. Für die andere Variante kenne ich keine Anwendung.

Ich muss nun nochmal weg..

Viele Grüße - Rika

Gute Nacht,
Guy

Hallo Guy,

Gerne hätte ich dieses Bild näher gesehen

Wenn Du "Strg" und dann mehrfach "+" drückst, kannst Du das Bild hochzoomen.

Hattest Du O. xanthoguttulata schon auf Eiche?

Bis morgen, viele Grüße - Rika

Hallo Rika,

Kongorot in SDS bedeutet, dass der Farbstoff "Congo Red" in Sodium Dodecyl Sulfat gelöst ist. SDS ist ein Mittel, das die Oberflächenspannung von Wasser reduziert und gleichzeitig das damit benetzte Objekt weicher und aufnahmefähiger macht. Der Farbstoff kann dann besser einziehen. SDS ist wichtiger Bestandteil in vielen Waschmitteln, Duschgels etc.
Kongorot / NH3 bedeutet, dass "Congo Red" eben in Ammoniak gelöst wird, nicht in SDS. Ammoniak hat ebenfalls die Eigenschaft, das benetzte Gewebe weich und ausnahmefähig zu machen. Sogar noch stärker als SDS.

So, daraus kannst Du also sehen, dass es einerseits ums Färben als solches geht, dafür dient das Kongorot, andererseits um die optimale Vorbereitung des zu färbenden Objektes. Dazu nutzt man dann verschiedene Mittelchen, die entweder (wie im Falle von Kongorot) das (Pilz-)Gewebe saugfähiger machen sollen oder im Falle von anderen Färbemitteln ein Austrocknen des Präparates verhindern sollen und gleichzeitig einen etwas besseren Brechungsindex als Wasser bieten: Lactoglyzerol, Lactophenol, Glycerinethanol, GSM, L4 und was es da alles noch gibt. Alles sind mehr oder weniger ähnlichen Mischungen mit Glyzerol und einem Weichmacher.

ABER!!!
Das ganze macht eigentlich nur Sinn, wenn man mit nicht-frischem Material hantiert. Habe ich Frischmaterial, dann brauche ich keine Weichmacher, dann brauche ich nichts gegen Austrocknung des Präparates (außer ich will Dauerpräparate herstellen) - ich brauche einfach nur ein Färbemittel. Das kann dann genausogut in Wasser gelöst sein - vorausgesetzt der Farbstoff löst sich in Wasser überhaupt.

Im Falle von Helotiales ist es aber noch etwas komplizierter, denn da verändern sich Strukturen beim Absterben des Fruchtkörpers oft recht drastisch. Sporen und Asci schrumpfen um bis ca. 30 %, Zellinhalt fließen ineinander oder verschwinden ganz, u. ä. Fiesheiten.

Da Kongorot als ziemlich toxische Substanz gilt (auf den Menschen bezogen), kann es gut sein, dass auch eine wässrige Lösung letal für die Asacomyceten-Strukturen ist. Ich werde das bei Gelegnheit ausprobieren, denn ich muss eh wieder neues Kongorot ansetzen. Da werde ich gleich mal ein paar Fläschen Kongorot /H2= machen, in verschiedenen Konzentrationen. Ich könnte mir vorstellen, dass eine stark verdünnte wässrige Lösung immer noch ganz nette Färbe-Ergebnisse bringt und die armen kleinen Orbilchen trotzdem am Leben lässt.
Beim Kresylblau ist es ja auch so, dass da eine Verdünnug meines Kresylblaus reicht. Ein bischen CB auf den Objektträger und einen Tropfen Wasser daneben, das reicht meist. Da musst Du einbischen rumspielen und testen, wieviel CB aus dem Fläschchen in wieviel Wassertropfen eine gute Färbung der Sporenkörper bringt, ohne das ganze Präparat einheitlich tiefviolettblau zu färben.

So, für's erst mal. Wenn noch Fragen sind - bitte gerne. Bin aber kein Chemiker ....

beste Grüße,
Andreas

Hallo Andreas,

besten Dank für Deine Erklärungen! Eigentlich hatte ich vorgehabt, Dir eine Mail mit meinen Fragen zu schreiben, aber nun hat es sich hier ergeben... vielleicht war Deine Antwort ja auch für andere Mitleser interessant.

Gestern hatte ich mit dem Kongorot und den Trameten schon ein bisschen rumprobiert, war aber mit dem Ergebnis nicht so recht zufrieden. Dünne Schnitte finde ich bei diesem holzigen Zeug immer noch schwierig, und durch die dicken Schichten ist die Farbe nicht richtig durchgedrungen. Die wenigen Male, wo ich was mit Exsikkaten gemacht habe, hatte ich die Schnipsel eben in Wasser quellen lassen, das dauert bei dünnem Material auch nicht lange. Bei Sporen habe ich allerdings, sogar bei frischem Material, immer das Gefühl, dass sie in den ersten 15 min. im Wasser größer würden?! Ich frage mich, ob das wirklich so ist oder ob sich nur meine hirninterne Optik auf den Mikroskop-Blick einstellt?

Viele Grüße - Rika

Hallo Rika,
Kongorot in SDS bedeutet, dass der Farbstoff "Congo Red" in Sodium
Dodecyl Sulfat gelöst ist. SDS ist ein Mittel, das die Oberflächenspannung
von Wasser reduziert und gleichzeitig das damit benetzte Objekt weicher
und aufnahmefähiger macht. Der Farbstoff kann dann besser einziehen. SDS
ist wichtiger Bestandteil in vielen Waschmitteln, Duschgels etc.
Kongorot / NH3 bedeutet, dass "Congo Red" eben in Ammoniak gelöst
wird, nicht in SDS. Ammoniak hat ebenfalls die Eigenschaft, das benetzte
Gewebe weich und ausnahmefähig zu machen. Sogar noch stärker als SDS.
So, daraus kannst Du also sehen, dass es einerseits ums Färben als solches
geht, dafür dient das Kongorot, andererseits um die optimale Vorbereitung
des zu färbenden Objektes. Dazu nutzt man dann verschiedene Mittelchen,
die entweder (wie im Falle von Kongorot) das (Pilz-)Gewebe saugfähiger
machen sollen oder im Falle von anderen Färbemitteln ein Austrocknen des
Präparates verhindern sollen und gleichzeitig einen etwas besseren
Brechungsindex als Wasser bieten: Lactoglyzerol, Lactophenol,
Glycerinethanol, GSM, L4 und was es da alles noch gibt. Alles sind mehr
oder weniger ähnlichen Mischungen mit Glyzerol und einem Weichmacher.
ABER!!!
Das ganze macht eigentlich nur Sinn, wenn man mit nicht-frischem Material
hantiert. Habe ich Frischmaterial, dann brauche ich keine Weichmacher,
dann brauche ich nichts gegen Austrocknung des Präparates (außer ich will
Dauerpräparate herstellen) - ich brauche einfach nur ein Färbemittel. Das
kann dann genausogut in Wasser gelöst sein - vorausgesetzt der Farbstoff
löst sich in Wasser überhaupt.
Im Falle von Helotiales ist es aber noch etwas komplizierter, denn da
verändern sich Strukturen beim Absterben des Fruchtkörpers oft recht
drastisch. Sporen und Asci schrumpfen um bis ca. 30 %, Zellinhalt fließen
ineinander oder verschwinden ganz, u. ä. Fiesheiten.
Da Kongorot als ziemlich toxische Substanz gilt (auf den Menschen bezogen),
kann es gut sein, dass auch eine wässrige Lösung letal für die
Asacomyceten-Strukturen ist. Ich werde das bei Gelegnheit ausprobieren,
denn ich muss eh wieder neues Kongorot ansetzen. Da werde ich gleich mal
ein paar Fläschen Kongorot /H2= machen, in verschiedenen Konzentrationen.
Ich könnte mir vorstellen, dass eine stark verdünnte wässrige Lösung immer
noch ganz nette Färbe-Ergebnisse bringt und die armen kleinen Orbilchen
trotzdem am Leben lässt.
Beim Kresylblau ist es ja auch so, dass da eine Verdünnug meines Kresylblaus
reicht. Ein bischen CB auf den Objektträger und einen Tropfen Wasser
daneben, das reicht meist. Da musst Du einbischen rumspielen und testen,
wieviel CB aus dem Fläschchen in wieviel Wassertropfen eine gute Färbung
der Sporenkörper bringt, ohne das ganze Präparat einheitlich
tiefviolettblau zu färben.
So, für's erst mal. Wenn noch Fragen sind - bitte gerne. Bin aber kein
Chemiker ....
beste Grüße,
Andreas

Hallo Andreas & Rika,

bin auch kein Chemiker ... aber pansche gern. Hier mal ein Färbung mit verdünntem Toluidinblau - in Ermangelung von Kresylblau. Man kann die kringelförmigen Sporen ein bisschen sehen. Toluidinblau ist nicht so heftig wie BWB oder Kongo, und wird wohl auch in der Histologie als Vitalfarbstoff eingesetzt.

Grüßle
Jürgen

Hallo,

Toluidinblau und Kresylblau ist nahezu dasselbe .

Man sieht auf Jürgens erstem Bild sehr schön, dass nicht nur die Sporen selbst angefärbt werden (das sind die u-förmigen Dinger, sondern auch die beiden SBs die in den Sporen sind. Diese füllen jede Seite fast aus, so dass man von der Spore eigentlich vor allem zwei runde Kullern sieht.

beste Grüße,
Andreas

Hallo 'le,

Andreas' Ausführungen hab ich nichts hinzuzufügen. Danke Andreas.

Da werde ich gleich mal ein paar Fläschen Kongorot /H2= machen,
in verschiedenen Konzentrationen.
Ich könnte mir vorstellen, dass eine stark verdünnte wässrige Lösung immer
noch ganz nette Färbe-Ergebnisse bringt und die armen kleinen Orbilchen
trotzdem am Leben lässt.

Die armen Orbilchen werden es bestimmt eine Weile überleben. Ich wäre aber gespannt, ob Du in blankem H2O viel CR in Lösung kriegst, und wenn ja, wie? Mal abgesehen von ewigem Rühren mit Magnetrührer hab ich da (früher) nicht viel zustande gebracht.

@ Rika: An Eiche hatte ich die O. xanthoguttulata noch nicht. In Zottos Liste gibt es aber 5 Funde an Quercus, davon einer an Q. robur. Berichte ihm doch bitte die Funddaten, wenn die Bestimmung gesichert ist (zotto@arcor.de). Danke!

´schönes WE und schöne Funde,

Guy

Hallo Guy,

ob Du in blankem H2O viel CR in Lösung kriegst, und wenn ja,
wie? Mal abgesehen von ewigem Rühren mit Magnetrührer hab ich da (früher)
nicht viel zustande gebracht.

ja, das ist das Problem, deshalb wird wässrige Kongorot ja auch nie angeboten oder benutzt. Aber ein bischen löst sich auf jeden Fall. Ich werde mal testen. Ich kanns ja über Nacht auf dem Rühren lassen und dann mal schauen, wie es filtriert so aussieht. Oder halt unfiltriert und notfalls mit leichtem Bodensatz oder so. Mal sehen, ich werde berichten nächste Woche. Orbilien zum testen findet man ja immer

beste Grüße,
Andreas

@ Rika: An Eiche hatte ich die O. xanthoguttulata noch nicht. In Zottos Liste
gibt es aber 5 Funde an Quercus, davon einer an Q. robur. Berichte ihm
doch bitte die Funddaten, wenn die Bestimmung gesichert ist
(zotto@arcor.de ). Danke!
´schönes WE und schöne Funde,
Guy

Hallo Guy, Ingo, Jesko et Al.!

Die Orbilia hat sich in der Box gut entwickelt. Gestern habe ich nach 2 Methoden versucht, Konidien zu fischen - leider ohne Erfolg. Dafür gibt es inzwischen freie Sporen. Es ist mir aber nicht gelungen, vernünftige Fotos (und damit verbundene Messungen) zu machen. Diese schlanken Dinger sind ständig am Zittern und schwimmen in der Wasserschicht in nicht-fotogenen Positionen umher. Abgesehen davon, ist anhand der Sporengröße ja keine eindeutige Unterscheidung zwischen den Hauptverdächtigen (O. xanthoguttulata, O.aurantiorubra) möglich. Auf Ingos HP sehe ich, dass O. xanth. im Gegensatz zu O. aur. Öltröpfpchen in den Sporen hat (wie bei meinen auch) - ist das ein Merkmal gegenüber O. aur.?

Helfen meine unscharfen Fotos bei der Bestimmung weiter?

Interessanter Beifang nach der Baral-Methode waren einzellige Kringel, siehe Foto, die ich auch schon bei meinen Mikros vor gut einer Woche immer mal wieder mit dabei hatte.

Ich werde das Orbilia-Ästchen jetzt trocknen lassen - wer will, der darf... Es sind sicherlich so an die 70 Apos drauf.

Orbilia-Sporen, die Würstchen gehören zur Diatrype:

Hier nochmla eine Orbila-Spore (rechts) neben einem abgerissenen Ascus, und im rechten Bild irgendwelche Konidien:

So sehen die einzelligen Kringel (mit Öltröfpchen) aus:

In ein paar Stunden werde ich wegfahren (offline!), bin am 27.2.14 wieder erreichbar.

Viele Grüße - Rika

Helfen meine unscharfen Fotos bei der Bestimmung weiter?

Hallo Rika!

Nun haben wir die Sporenform auch noch und die Maße passen, da geht nichts schief. Kannst du beruhigt Orbilia xanthoguttulata nennen. Diese breiten Paraphysenköpfe mit viel Öl drin, die sind schon ein brauchbares Merkmal zur Abgrenzung von O. aurantiorubra.
Ganz perfekt könnte man den Sporenkörper noch ausmessen, der ja bei O. xanthoguttulata kürzer ist.

So dünne Sporen sind nicht mehr so einfach darstellbar (zumindest nicht für jeden, mich eingeschlossen). Ausmessen sollte man die ohnehin dann besser auf dem Bild, wo sie Ruhe halten.

Getrocknet hätte ich die Apos an deiner Stelle nicht. Wären sicherlich noch besser reif geworden bis du am 27. wiederkommst.

VG Ingo W

Hallo Rika,

Die Orbilia hat sich in der Box gut entwickelt.

ok, toll. Was ich sehe, ist noch nicht völlig reif. Wenn die SB in den Sporen sichtbar sind und zudem die volle Grösse erreicht haben,
sind die Sporen reif, oder besser gesagt, haben sind die Apos reif, die Sporen werden können dann (bei wechselnder Luftfeuchte) als Pakete abgeschossen werden und die Apos haben ihre "Schuldigkeit" getan. Parallel dazu kann die Art nun recht sicher bestimmt werden. So gesehen, dürftest Du die Apos schon noch etwas nachreifen lassen. Dennoch wage ich zu behaupten, dass O. xanthoguttulata so gut wie sicher ist.

Gestern habe ich nach 2
Methoden versucht, Konidien zu fischen - leider ohne Erfolg.

Welche Methoden sind das?

Ziemlich zuverlässig funktioniert die folgende Methode:
Man gibt einen Wassertropfen auf eine trockene(!) Stelle des Substrates, in die Nachbarschaft junger Apos. Der Tropfen zieht nun langsam ins Substrat ein, löst dabei herumliegende Konidien und die Oberflächenspannung des Wassers verteilt die Konidien (und sonstiges Zeug) um den ganzen Tropfen herum, wobei diese meist nahe der (+/- halbkugligen) Oberfläche bleiben. (Anmerkung: bei zu feuchtem Substrat zieht das Wasser zu schnell ein). Noch bevor der Tropfen vollends ins Substrat eingezogen ist, werden die nahe der Oberfläche schwimmenden Konidien, Sporen und sonstigen Teile mit einer Glaskugel aufgenommen und auf einen Objektträger gegeben, Deckglas drauf, und ab, unters Mikroskop..

Die Glaskugel sollte so um die 3-5mm Durchmesser haben und sich nahe am Wasserspender (Tropfenspender, Plastikflasche, o.ä.) befinden, damit die Übernahme der Konidien leicht vonstatten geht, direkt unterm Bino (......).

Dafür gibt es
inzwischen freie Sporen. Es ist mir aber nicht gelungen, vernünftige Fotos
(und damit verbundene Messungen) zu machen. Diese schlanken Dinger sind
ständig am Zittern und schwimmen in der Wasserschicht in nicht-fotogenen
Positionen umher.

Knipse sie bei helem Licht, und die Bewegung wird "eingefrohren", bestenfalls im Serienbildmodus. Danach lassen die besten Sporenbilder sich eher leicht vermessen.

Abgesehen davon, ist anhand der Sporengröße ja keine
eindeutige Unterscheidung zwischen den Hauptverdächtigen (O.
xanthoguttulata, O.aurantiorubra) möglich. Auf Ingos HP sehe ich, dass O.
xanth. im Gegensatz zu O. aur. Öltröpfpchen in den Sporen hat (wie bei
meinen auch) - ist das ein Merkmal gegenüber O. aur.?
Helfen meine unscharfen Fotos bei der Bestimmung weiter?

eher ja, sie sind aber noch nicht ganz reif.. (s.o.)

Interessanter Beifang nach der Baral-Methode

Welche Methode ist das?

waren einzellige Kringel, siehe
Foto, die ich auch schon bei meinen Mikros vor gut einer Woche immer mal
wieder mit dabei hatte.
Ich werde das Orbilia-Ästchen jetzt trocknen lassen - wer will, der darf...
Es sind sicherlich so an die 70 Apos drauf.

.. von denen möglicherweise doch schon einige reif sind..

Orbilia-Sporen, die Würstchen gehören zur Diatrype:
Hier nochmla eine Orbila-Spore (rechts) neben einem abgerissenen Ascus, und
im rechten Bild irgendwelche Konidien:
So sehen die einzelligen Kringel (mit Öltröfpchen) aus:
In ein paar Stunden werde ich wegfahren (offline!), bin am 27.2.14 wieder
erreichbar.

bin nun wohl zu spät, aber selbst wenn Du das hier erst nach den Ferien liest, kannst Du das trockengelegte Material gerne noch nachreifen lassen. Diese "obenwachsenden" Orbilien sind (teils ausgedehnte) Trockenperioden gewohnt, zu lang andauernde Feuchtperioden sind sogar eher negativ.. O. Xanthoguttulata hällt einige Wochen völlig ohne Wasser sicher aus!

Viele Grüße - Rika

Schöne Ferien und bis denne,

Ciao,

Guy

Hallo Guy & Ingo!

Herzlichen Dank für Eure Antworten und die vielen Tipps!
Da ich keine Lust hatte, mit dem Orbilia-Gewächshaus zu verreisen, hatte ich sie trocknen lassen. Außerdem fand ich es ein bisschen kritisch, weil sich auf der Diatrype bereits ein leichter, grauer Schleier gebildet hatte - Schimmel?

Zu den Konidien-Fang-Methoden:
Die Erste entspricht dem, was Guy geschrieben hat. Ein lieber Mitleser hatte mir den entsprechenden Abschnitt von der Baral-CD gemailt (die komplette CD bekomme ich in einer guten Woche). Und ich habe auch schon die Erfahrung gemacht, dass der zu nasse, morsche Ast den Wassertropfen viel zu schnell wegsaugt. Erst beim dritten Tropfen hatte ich halbwegs Erfolg. Um gezielt Wassertropfen aufzusetzen, hat sich eine ausgediente Heparin-Spritze aus Glas mit superfeiner Kanüle bestens bewährt. Damit kann man auch wunderbar ganz geringe Wassermengen am Rand des Deckgläschens platzieren, falls es da zu trocken geworden ist. Diese Spritze hat auch den Vorteil, dass man damit nichts aufsaugt! Zum Abnehmen habe ich eine 3,5er Häkelnadel genommen.
Die Zweite ist etwas radikal: mit der nassen Rasierklinge vorsichtig über das Apo-Gebiet streichen... Bino habe ich leider keines, aber wenn ich die Brille abnehme, kann ich als Kurzsichtige so kleinen Dinge auch ohne Hilfsmittel sehr gut sehen.

Den Orbilia-Ast habe ich vorhin in ein feuchtes Tuch gewickelt, um sie langsam wieder zu beleben. Morgen dürfte nämlich das Päckchen vom Myko-Shop mit dem Brilliantkresylblau eintreffen ... dann kann ich Sporebodies suchen, vorher mache ich noch einen Konidien-Fangversuch.

Ich habe noch gar keine Vorstellung von abgeschossenen Sporenpaketen - wo kann ich sie dann finden??

Noch eine Frage zu meinem letzten Beitrag: Was können diese Kringel sein? Sporen? - Kenne ich in dieser Form nicht. Oder eher was Algiges oder Pflanzliches?

Viele Grüße
Rika

Hallo Rika,
ok, toll. Was ich sehe, ist noch nicht völlig reif. Wenn die SB in den Sporen
sichtbar sind und zudem die volle Grösse erreicht haben,
sind die Sporen reif, oder besser gesagt, haben sind die Apos reif, die
Sporen werden können dann (bei wechselnder Luftfeuchte) als Pakete
abgeschossen werden und die Apos haben ihre "Schuldigkeit"
getan. Parallel dazu kann die Art nun recht sicher bestimmt werden. So
gesehen, dürftest Du die Apos schon noch etwas nachreifen lassen. Dennoch
wage ich zu behaupten, dass O. xanthoguttulata so gut wie sicher ist.
Welche Methoden sind das?
Ziemlich zuverlässig funktioniert die folgende Methode: Man gibt einen
Wassertropfen auf eine trockene(!) Stelle des Substrates, in die
Nachbarschaft junger Apos. Der Tropfen zieht nun langsam ins Substrat ein,
löst dabei herumliegende Konidien und die Oberflächenspannung des Wassers
verteilt die Konidien (und sonstiges Zeug) um den ganzen Tropfen herum,
wobei diese meist nahe der (+/- halbkugligen) Oberfläche bleiben.
(Anmerkung: bei zu feuchtem Substrat zieht das Wasser zu schnell ein).
Noch bevor der Tropfen vollends ins Substrat eingezogen ist, werden die
nahe der Oberfläche schwimmenden Konidien, Sporen und sonstigen Teile mit
einer Glaskugel aufgenommen und auf einen Objektträger gegeben, Deckglas
drauf, und ab, unters Mikroskop..
Die Glaskugel sollte so um die 3-5mm Durchmesser haben und sich nahe am
Wasserspender (Tropfenspender, Plastikflasche, o.ä.) befinden, damit die
Übernahme der Konidien leicht vonstatten geht, direkt unterm Bino
(......).
Knipse sie bei helem Licht, und die Bewegung wird "eingefrohren",
bestenfalls im Serienbildmodus. Danach lassen die besten Sporenbilder sich
eher leicht vermessen.
eher ja, sie sind aber noch nicht ganz reif.. (s.o.)
Welche Methode ist das?
.. von denen möglicherweise doch schon einige reif sind..
bin nun wohl zu spät, aber selbst wenn Du das hier erst nach den Ferien
liest, kannst Du das trockengelegte Material gerne noch nachreifen lassen.
Diese "obenwachsenden" Orbilien sind (teils ausgedehnte)
Trockenperioden gewohnt, zu lang andauernde Feuchtperioden sind sogar eher
negativ.. O. Xanthoguttulata hällt einige Wochen völlig ohne Wasser sicher
aus!
Schöne Ferien und bis denne,
Ciao,
Guy

Hallo Rika,

schön zu lesen, dass Du mit Deinen eigenen Methoden gut voran kommst.

Den Orbilia-Ast habe ich vorhin in ein feuchtes Tuch gewickelt(....) .. vorher mache ich noch einen Konidien-Fangversuch.

Ideal ist es, das Konidienfischen an trockenem Holz zu versuchen. Danach kann man dann alles befeuchten. Ansprayen aus 30-40cm Entfernung - mit Leitungswasser - ist ´ne gute Methode. Jedenfalls sollte man zur Befeuchtung des Holzes dieses nicht ins Wasser legen.

Ich habe noch gar keine Vorstellung von abgeschossenen Sporenpaketen - wo
kann ich sie dann finden??

huii.. ich tue solche Beobachtungen per 20er LWD-Objektiv auf einer sterilen CMA-Oberfläche (CMA = Corn Meal Agar von "Sigma Aldrich") von Unten durch die Petrischale (...).

Noch eine Frage zu meinem letzten Beitrag: Was können diese Kringel sein?

hab ich da was verpasst? Kann keine Kringel finden..

Sporen? - Kenne ich in dieser Form nicht. Oder eher was Algiges oder
Pflanzliches?

Kannst Du diese Kringel bitte nochmal einstellen oder an mich schicken?

Viele Grüße
Rika

Nächtliche Grüsse,

Guy