Hallo Forum,

nachdem sich niemand getraut hat, auf meine an Rudis Sandschwammerl angehängte Fragen zu antworten, muss ich wohl selber nochmal in die Bütt und das Rätsel lösen - mit der Bitte um Widerspruch und Belehrung, wie immer.

Ich blende zur leichteren Erinnerung die Standortfotos nochmal ein.

Casus 1: Fayodia bisphaerigera Abgeflachter Rußhelmling

Beschreibung:
Fund: Astheimer Sande, 10.11.2006, im Moos, bei Ginsterbüschen; weiter entfernt (> 10m): Kiefern, Eichen
Hut: DM 15 - 20 mm, abgeflacht, leicht bis deutlich trichterförmig eingesenkt; karamelbräunlich, zum Rand hin verblassend; glatt, weich; hygrophan? Rand etwa bis zur Hälfte durchscheinend gerieft.
Fleisch: sehr dünn, fast nur häutig (ähnlich Breitblatt). Geruch intensiv nach Mehl
Stiel: 30 x 2 - 3 mm, zylindrisch; feinst längsfaserig, gleichmäßig hellocker mit einem rosa Beiton
Lamellen: hellcreme, etwas entfernt stehend, untermischt; mit einzelnen Querrippen; Lamellenschneide fein bewimpert (siehe das folgende Foto)

Die Mikroskopie hätte das Thema schnell klären müssen, wenn ich nicht endlos im Zweifel gewesen wäre, ob die wenigen (zwei Dutzend) Sporen, die ich gefunden habe, tatsächlich zu den Pilzen gehörten. Weil: So riesige runde stachelig-netzige Sporen gab es bei all den Gattungen nicht, die mir so auf Anhieb eingefallen sind (von Galerina bis hin zu Pseudomycena). Meine Zweifel sind aber zunehmend geschwunden. So sehen die Sporen in Melzer aus:

Also mehr oder weniger rundlich, sehr groß (mit Durchmessern von 8 bis 10,5 µm), allerdings ist die Außenhülle nicht glatt (wie bei Ludwig 24.1).

Basidien mit zwei Sterigmen in Baumwollblau:

Nun: Was meinen die Spezialisten?

Casus 2: Lactarius sphagneti Torfmoosmilchling

von oben ...

... und von unten

Beschreibung:
Fund: Astheimer Sande, 10.11.2006, im Moos unter einer Kiefer
Hut: oval, DM 28-32 mm, mittig trichterig eingesenkt, glatt, "fettig" (nicht schmierig), hygrophan?, Rotbraun mit Orangeton, zum Rand hin heller werdend; Rand scharf, Huthaut die Lamellen leicht überragend. Huthaut (oder die äußere, wohl gelatinöse Schicht) mit 1mm sehr dick.
Fleisch: ca. 1 mm, hellocker; kein auffälliger Geruch [ich knabbere nur ungern an Pilzen, was ich gelegentlich, z.B. hier, bereue]
Stiel: 55 x 4 - 10 mm, flach gedrückt, hohl. Wohl an der Stelle, an der er aus dem Sand ragte, mit einer markanten Gürtellinie, darüber hellbraun, darunter ausgeblasst fleischfarben. Nicht faserig. Basis abgerundet.
Lamellen: hellocker, dicht, untermischt, am Stiel herablaufend. Schneide scharf und glatt.

Da lag zunächst L. rufus nahe, den L. Krieglsteiner auf den Astheimer Sanden nachgewiesen hat (S.661).

Aber dazu passten weder die Sporenmaße (7,0 -) 7,4 (- 8,0) x (5,6 -) 5,9 (- 6,6) ...

... noch die Sporenornamentierung, die anders als bei L. rufus nicht strichförmig, sondern netzig aussieht:

Außerdem zeigten sich schwankende Flaschengestalten als Cheilozystiden:

Das hat mir Mut gemacht, den Torfmoosmilchling als Sieger auszurufen (den L. Krieglsteiner nicht nur in den Astheimer Sanden, sondern überhaupt nicht nachgewiesen hat).

Widerspruch?

Gruß
Hans-Jürgen

Hallo Hans-Jürgen,

sehr schöner Bericht, die Fayodia stimmt wohl, die habe ich in den Bergen schon gefunden, aber dort ist es wohl eher eine andere Art, hier ist noch nicht alles so klar. Bei dem Torfmoos- Milchling ist es schon heikler, der Standort sollte eigentlich schon im Sphagnum sein! Die Farbe könnte passen, aber L. rufus ist schon sehr ähnlich! Zudem hat der Pilz einen deutlichen Frostring, der verändert vieles!
Aber was ich Dir sagen möchte: Du machst schöne Fotos, aber die Mikrobilder kannst Du sicher verbessern, schade für die Arbeit. Hier z.B ein Bild der Sporen von bispaerigera:

Das Präparat ist in Kongorot gefärbt. Du arbeitest vermutlich mit zu dicken Präparaten! Die Sporen von Milchlingen und Täublingen musst Du unbedingt in Melzer betrachten, dann kommen die Ornamente schön zur Geltung.

Sieht doch ganz anders aus, und ohne Hightech- Mittel!

Auch würde ich dieses blaue Färbemittel weglassen, das verklumpt alles! Nimm am besten Kongorot!
Ich möchte da nicht belehrend wirken, aber es ist wirklich jammerschade für Deine Mühe! Ich denke, es ist wirklich nur eine Frage des Präparierens.

Mit vielen Grüssen, Markus

Hallo Markus,

danke für die Tipps und keine Sorge: Wenn ich nichts dazulernen wollte, würde ich hier sicher keine Beiträge einstellen.

Dass das Präparat die Qualität macht, ist mir schon klar. An den Präparaten liegt es aber, glaube ich, am allerwenigsten. Ich schneide unter dem Binokular, und zwar so hauchdünn, wie es eben geht. An die 6µ, die ich von professionell gemachten Dauerpräparaten kenne, komme ich natürlich bei weitem nicht hin. Aber im Allgemeinen bin ich mit den Schnitten ganz zufrieden. Ich wüsste auch wirklich nicht, wie ich (ohne Quetschen) noch dünnere Schnitte machen soll. Na gut: Vielleicht sollte ich mich von der Idee verabschieden, immer einen vollflächigen Lamellenquerschnitt hinzukriegen. Ich werde da mal ein wenig ausprobieren.

Im übrigen denke ich, dass bei den Fotos das leider etwas mäßige Projektiv seine Schwächen offenbart: Ich sehe im Okular jedenfalls deutlich klarer.

Bei den Färbemitteln bin ich im Moment zugegebenermaßen unterwegs wie der Maler Klecksel. Nachdem ich wochenlang die vielen Fläschchen respektvoll nur angestaunt habe, bin ich nun munter (und sicher nicht immer sinnvoll) am Ausprobieren. Melzer und Ornamentik habe ich gewusst, aber bei dem Milchling nicht gemacht. So ist das halt... Und Baumwollblau macht doch soooo schöne Farben ... Aber ok: Auch Kongorot ist gut *g*

An der Fayodia zweifle ich nach Deinen Fotos übrigens wieder verstärkt. Beim Torfmoos bin ich noch ein wenig bockig ... Fettige Hutoberfläche, gepfriemte Cheilos... mmh, ja, ... mal sehen

Sieht doch ganz anders aus, und ohne Hightech- Mittel!

Was meinst Du mit "Hightech-Mitteln"?

Wie auch immer: Deine Mikrofotos sind toll. Diese Qualität will ich auch!!! Wann machst Du mal nen Kurs?

Gruß
Hans-Jürgen

Hallo Hans-Jürgen,

ich kann mich den Ausführungen von Markus nur anschließen.
Leider hast Du bei jedem Präparat ungeeignete Färbemittel erwischt, so dass man wenig aussagen kann.
Eines fällt mir aber auf: Die gezeigte Basidie sieh für mich klar 4-sporig aus! Die hinteren beiden Sterigmen sind scharf, die vorderen beiden sind nur als unscharfe blaue Punkte zu sehen. Als Faustregel kann man sagen, dass bei 100ßfacher vergrößerung bei 4sporigen Basidien immer 2 Sterigemen gleichzeitig scharf sind, bei 2sporigen Basidien ist immer nur eine scharf. Aufgrund der geringen Schärfentiefe des Mikroskops.

Zu den Färbemitteln:
Kongorot in Ammoniak oder Trypanblau in L4 ("L4T") sind die gebräuchlichsten und besten Färbemittel um Zellwände anzufärben. Damit sieht man gut Basidien, Zystiden, Schnallen und alle Zellstrukturen.
Baumwollblau in Milchsäure verwendet man um die Sporenoberflächen (Stacheln, Warzen etc.) BEI ASCOMYCETEN anzufärben. Hat den großen Nachteil, dass es die Zellen abtötet und die Sporen meistens einbeulen. Dadurch kann man zwar schön die Ornamente sehen, aber nicht mehr vernünftig messen. Man bekommt immer schmalere Sporen als bei lebenden.
Melzer's Reagenz nimmt man zum einen um Sporen auf Amyloidität (blaugraue bis tiefschwarzblaue Färbung der Sporenwand) oder Dextrinoidität (rot- bis weinbraune Färbung der Sporenwand) zu testen. Ferner kann man bei ornamentierten Sporen, die amyloid sind, dadurch das Ornament schön kontrastreich färben. Beispiele sind Täublinge und Milchlinge oder auch Weichritterlinge.
Kalilauge 3-5% nimmt man um die Sporenornamentation bei Schleierlingen deutlicher zu machen.

Das wichtigste Reagenz ist aber WASSER! Man nimmt es, zumindest bei Frischmaterial, für alle Messungen, damit man lebendige Zellen misst. Ferner ist unabdingbar, in Wasser zu beobachten, wenn man Huthautpigmente beurteilen will. Nicht selten gibt es vakuoläre Pigmente, die in Ammoniak oder Kalilauge löslich sind. Beispielsweise bei den Rötlingen oder den Schirmlingen.

Je nach Pilzart die Du untersuchst musst Du also mehrere verschiedene Präparate machen um gute Ergebnisse zu erzielen.

Vielleicht hast Du mal Interesse an einem Mikroskopierkurs? Walter in Hornberg und ich in Oberhof bieten jedes Jahr mindestens einen an, Christoph hat das sicher auch im Programm. In manchen Vereinen gibt es Arbeitskreise, wo man solche Dinge auch von denen die schon länger mikroskopieren mitbekommt und die einem sicher gerne mal über die Schulter schauen und Tipps geben.

beste Grüße,
Andreas

Zu den Färbemitteln: Kongorot in Ammoniak oder Trypanblau in L4
("L4T") sind die gebräuchlichsten und besten Färbemittel um
Zellwände anzufärben. Damit sieht man gut Basidien, Zystiden, Schnallen
und alle Zellstrukturen.
Baumwollblau in Milchsäure verwendet man um die Sporenoberflächen (Stacheln,
Warzen etc.) BEI ASCOMYCETEN anzufärben. Hat den großen Nachteil, dass es
die Zellen abtötet und die Sporen meistens einbeulen. Dadurch kann man
zwar schön die Ornamente sehen, aber nicht mehr vernünftig messen. Man
bekommt immer schmalere Sporen als bei lebenden.
Melzer's Reagenz nimmt man zum einen um Sporen auf Amyloidität (blaugraue bis
tiefschwarzblaue Färbung der Sporenwand) oder Dextrinoidität (rot- bis
weinbraune Färbung der Sporenwand) zu testen. Ferner kann man bei
ornamentierten Sporen, die amyloid sind, dadurch das Ornament schön
kontrastreich färben. Beispiele sind Täublinge und Milchlinge oder auch
Weichritterlinge.

Um den Kontrast im Präparat zu erhöhen sollte man das gefäbrte Präparat nicht im Färbemittel liegen lassen, sondern dieses nach kurzer Einwirkzeit absaugen und durch Wasser (Kongo-, L4T- und BWB-Präparate) bzw. durch Chloralhydrat (MElzers-Präparate) ersetzen. Das was Du färben wolltest, das bleibt gefärbt, aber der Hintergrund ist wieder hell. Man sieht dann nicht rot in rot oder blau in blau, sondern rot oder blau in weiß. Besonders beim Fotografieren macht sich das ganz schön bemerkbar.

beste Grüße,
Andreas

Hallo Andreas,

für so konzise Info haben sich schon alle Fehler gelohnt. Danke fürs Grundsätzliche. Hätte wahrscheinlich bei Heinz Clemencon in Hornberg doch ein wenig besser aufpassen sollen

Übrigens schaue ich voller Spannung regelmäßig auf mollisia.de. Der Plan für 2007 (und damit auch der angekündigte Besuch)lässt aber wohl noch auf sich warten?

Gruß
Hans-Jürgen

Hallo Hans-Jürgen,

Du brauchst für Pilzpräparate keine eigentlichen Schnitte! Zum Orientieren (damit man erkennt, wo die Zystiden sind und wie sie etwa aussehen) macht man z.B. einen Lamellen-Querschnitt. (Oft werden nämlich Teile der Trama als Zystiden gesehen, das gibt dann die herrlichsten Falschbestimmungen...)Wenn Du Cheilozystiden (und vor allem Fotografieren) willst, schneide nur ein Faden der Schneide ab und presse (unter Kontrolle) immer stärker, aber so, dass nicht zuviel zerquetscht wird. Wie Andreas gesagt hat, zuerst im Wasser; wenn es sehr hyalin ist und zum Schnallen erkennen, färben mit Kongo. Sporen werden am schönsten mit einem Sporenwurf.
Es ist effektiv sehr einfach und das Problem sind in der Regel zu dicke Präparate, mehr als Kubikmillimeter brauchts nicht!
Auch bei mit glauben übrigens oft einige Objektträger dran, bis die Foto brauchbar ist!

Viel Spass, Markus

- kein Text -

Hallo Hans-Jürgen,

ich schneide oft mit Walter Pätzolds Spezialklingen. Die gab es im Mikroskopierkurs bei ihm zu kaufen. Eine Packung mit 10 Stck. für glaube 10 Euro. Man muss ein bisschen damit üben und bekommt auch nicht alles sofort hin, aber die Schnitte werden dann wirklich schön dünn.

Gruß Jens

Dass das Präparat die Qualität macht, ist mir schon klar. An den Präparaten
liegt es aber, glaube ich, am allerwenigsten. Ich schneide unter dem
Binokular, und zwar so hauchdünn, wie es eben geht. An die 6µ, die ich von
professionell gemachten Dauerpräparaten kenne, komme ich natürlich bei
weitem nicht hin. Aber im Allgemeinen bin ich mit den Schnitten ganz
zufrieden. Ich wüsste auch wirklich nicht, wie ich (ohne Quetschen) noch
dünnere Schnitte machen soll. Na gut: Vielleicht sollte ich mich von der
Idee verabschieden, immer einen vollflächigen Lamellenquerschnitt
hinzukriegen. Ich werde da mal ein wenig ausprobieren.

... sondern die falschen Färbemittel waren meiner Ansicht nach der Grund für die suboptimalen Mikrobilder.
Die Klingen und damit verbundene Schneidetechnik liefert sicher gute Resultate wenn man damit etwas geübt. Ich persönlich ziehe Schnitte mit einer Einzelnen klinge, dafür aber unter der Stereolupe vor. Hans-Jürgen schneidet auch unter der Lupe, da kann man hinreichend kleine und dünne Präparate machen.

Ein Schnitt mit dem Mikrotom auf 6 µm Dicke dürfte für Pilze in den meisten Fällen unbrauchbar sein, weil zu dünn.

beste Grüße,
Andreas

Hallo Hans-Jürgen,
ich schneide oft mit Walter Pätzolds Spezialklingen. Die gab es im
Mikroskopierkurs bei ihm zu kaufen. Eine Packung mit 10 Stck. für glaube
10 Euro. Man muss ein bisschen damit üben und bekommt auch nicht alles
sofort hin, aber die Schnitte werden dann wirklich schön dünn.
Gruß Jens

Hallo Jens und Hans-Jürgen,

das Problem an Hans-Jürgens Mikrofotos war meiner Ansicht nach nicht die Dicke des Präparats sondern falsche Färbemittel.

beste Grüße,
Andreas

... sondern die falschen Färbemittel waren meiner Ansicht nach der Grund für
die suboptimalen Mikrobilder.

Das vermute ich schon auch. Trotzdem hätte mich gerade von Deiner Seite eigentlich mehr ein Tipp zur Art als ein Grundkurs in Färbetechnik interessiert (so sehr ich den vielleicht immer noch gut brauchen kann). Was ich zeigen wollte und worauf ich meine Vermutung gestützt habe, hat man gesehen. (Mit den 4-sporigen Basidien hast Du übrigens sicher Recht. Aber was ist es dann?)

Ein Schnitt mit dem Mikrotom auf 6 µm Dicke dürfte für Pilze in den meisten
Fällen unbrauchbar sein, weil zu dünn.

Naja, die Dauerpräparate, die wir von Heinz Clemencon bei einem Mikro-Kurs in Hornberg bekommen haben, haben eine Stärke von 6 bis 10 µ. Ich habe in meinem Leben noch keine besseren Präparate gesehen. Das Verfahren ist allerdings für Feierabendmikroskopiker wie mich (und wahrscheinlich auch für die meisten Berufsmykologen) ein wenig aufwendig. Mein Fehler war wohl (das hat Markus sehr richtig erkannt), dass ich mit sehr viel einfacheren Mitteln auch so schöne großflächige Schnitte herstellen wollte, also komplette Lamellenquerschnitte, am besten komplette Hutquerschnitte. Das geht aber ohne eine entsprechende Fixierung nicht.

Die Rasierklingen von Walter habe ich auch, aber ich benutze sie kaum, weil ich mit dem Skalpell unter dem Binokular besser klarkomme.

Heute nachmittag werde ich nochmal mit Rudi nach den Sandschwammerln Ausschau halten. Vielleicht gibt's ja noch Frischware zum weiteren Verfärben.

Gruß ins noch immer unbesuchte Jena
Hans-Jürgen

Hallo Hans-Jürgen,

Trotzdem hätte mich gerade von Deiner Seite
eigentlich mehr ein Tipp zur Art

Tja, ich hab leider keinen, ich habe selbst noch nie eine Fayodia gefunden. Und ohne die genaue Sporenornamentik geht da glaube ich nichts. Ich gestehe aber, dass ich die gattung wie gesagt bisher noch nicht zu Gesicht bekommen habe.

Den Milchling halte ich wie Markus am ehesten für einen erfrorenen Rotbraunen Milchling - aber ohne Gewähr. Lactarius sphagneti sieht aber schon anders aus, vor allem hat der einen speckigen und meist etwas zweifarbigen Hut: freudig-orangebraun außen - kastanienbraun in der Mitte. Er sollte wohl schon an Sphagnumbreiche gebunden sein.

beste Grüße,
Andreas

Ich selbst ziehe die Methode vor, mit zwei Rasierklingen zu arbeiten. Ich lege sie genau parallel zueinander und nehme sie aneinandergedrückt zwischen Daumen und Zeigefinger. Mit dieser "Doppelklinge" ziehe ich dann durch das zu untersuchende Objekt. Danach befindet sich zwischen den beiden Klingen ein sauberer Schnitt, der schließlich beim Trennen der beiden Klingen an einer davon "kleben" bleibt. Mit dieser gehe ich dann über den Objektträger und löse den Schnitt möglichst vorsichtig mit einer Nadel ab, um dann das Präparat fertig zu machen. Probiert's doch einfach mal aus.
Die Methode eignet sich natürlich nicht bei den winzigen Ascomyceten.
Beste Grüße, Heinz Ebert

Das vermute ich schon auch. Trotzdem hätte mich gerade von Deiner Seite
eigentlich mehr ein Tipp zur Art als ein Grundkurs in Färbetechnik
interessiert (so sehr ich den vielleicht immer noch gut brauchen kann).
Was ich zeigen wollte und worauf ich meine Vermutung gestützt habe, hat
man gesehen. (Mit den 4-sporigen Basidien hast Du übrigens sicher Recht.
Aber was ist es dann?)
Naja, die Dauerpräparate, die wir von Heinz Clemencon bei einem Mikro-Kurs in
Hornberg bekommen haben, haben eine Stärke von 6 bis 10 µ. Ich habe in
meinem Leben noch keine besseren Präparate gesehen. Das Verfahren ist
allerdings für Feierabendmikroskopiker wie mich (und wahrscheinlich auch
für die meisten Berufsmykologen) ein wenig aufwendig. Mein Fehler war wohl
(das hat Markus sehr richtig erkannt), dass ich mit sehr viel einfacheren
Mitteln auch so schöne großflächige Schnitte herstellen wollte, also
komplette Lamellenquerschnitte, am besten komplette Hutquerschnitte. Das
geht aber ohne eine entsprechende Fixierung nicht.
Die Rasierklingen von Walter habe ich auch, aber ich benutze sie kaum, weil
ich mit dem Skalpell unter dem Binokular besser klarkomme.
Heute nachmittag werde ich nochmal mit Rudi nach den Sandschwammerln Ausschau
halten. Vielleicht gibt's ja noch Frischware zum weiteren Verfärben.
Gruß ins noch immer unbesuchte Jena
Hans-Jürgen

Um zu prüfen, ob Basidien vier- oder zweisporig sind lege ich einfach ein Stück Lamelle auf einen Objektträger ohne weiter zu präparieren. Mit geringer Vergrößerung (100-fach genügt) fokussiere ich dann solange, bis auf der Lamelle die Sporen sichtbar werden. Ihr seht dann entweder Vierer- oder Zweier-Gruppen. Dauert maximal zwei Minuten.
Beste Grüße, Heinz Ebert

Hallo Forum,
nachdem sich niemand getraut hat, auf meine an Rudis Sandschwammerl
angehängte Fragen zu antworten, muss ich wohl selber nochmal in die Bütt
und das Rätsel lösen - mit der Bitte um Widerspruch und Belehrung, wie
immer.
Ich blende zur leichteren Erinnerung die Standortfotos nochmal ein.
Casus 1: Fayodia bisphaerigera Abgeflachter Rußhelmling

Beschreibung: Fund: Astheimer Sande, 10.11.2006, im Moos, bei Ginsterbüschen;
weiter entfernt (> 10m): Kiefern, Eichen
Hut: DM 15 - 20 mm, abgeflacht, leicht bis deutlich trichterförmig
eingesenkt; karamelbräunlich, zum Rand hin verblassend; glatt, weich;
hygrophan? Rand etwa bis zur Hälfte durchscheinend gerieft.
Fleisch: sehr dünn, fast nur häutig (ähnlich Breitblatt). Geruch intensiv
nach Mehl
Stiel: 30 x 2 - 3 mm, zylindrisch; feinst längsfaserig, gleichmäßig hellocker
mit einem rosa Beiton
Lamellen: hellcreme, etwas entfernt stehend, untermischt; mit einzelnen
Querrippen; Lamellenschneide fein bewimpert (siehe das folgende Foto)

Die Mikroskopie hätte das Thema schnell klären müssen, wenn ich nicht endlos
im Zweifel gewesen wäre, ob die wenigen (zwei Dutzend) Sporen, die ich
gefunden habe, tatsächlich zu den Pilzen gehörten. Weil: So riesige runde
stachelig-netzige Sporen gab es bei all den Gattungen nicht, die mir so
auf Anhieb eingefallen sind (von Galerina bis hin zu Pseudomycena). Meine
Zweifel sind aber zunehmend geschwunden. So sehen die Sporen in Melzer
aus:
Also mehr oder weniger rundlich, sehr groß (mit Durchmessern von 8 bis 10,5
µm), allerdings ist die Außenhülle nicht glatt (wie bei Ludwig 24.1).
Basidien mit zwei Sterigmen in Baumwollblau:
Nun: Was meinen die Spezialisten?
Casus 2: Lactarius sphagneti Torfmoosmilchling
von oben ...

... und von unten

Beschreibung: Fund: Astheimer Sande, 10.11.2006, im Moos unter einer Kiefer
Hut: oval, DM 28-32 mm, mittig trichterig eingesenkt, glatt,
"fettig" (nicht schmierig), hygrophan?, Rotbraun mit Orangeton,
zum Rand hin heller werdend; Rand scharf, Huthaut die Lamellen leicht
überragend. Huthaut (oder die äußere, wohl gelatinöse Schicht) mit 1mm
sehr dick.
Fleisch: ca. 1 mm, hellocker; kein auffälliger Geruch [ich knabbere nur
ungern an Pilzen, was ich gelegentlich, z.B. hier, bereue]
Stiel: 55 x 4 - 10 mm, flach gedrückt, hohl. Wohl an der Stelle, an der er
aus dem Sand ragte, mit einer markanten Gürtellinie, darüber hellbraun,
darunter ausgeblasst fleischfarben. Nicht faserig. Basis abgerundet.
Lamellen: hellocker, dicht, untermischt, am Stiel herablaufend. Schneide
scharf und glatt.
Da lag zunächst L. rufus nahe, den L. Krieglsteiner auf den Astheimer Sanden
nachgewiesen hat (S.661).
Aber dazu passten weder die Sporenmaße (7,0 -) 7,4 (- 8,0) x (5,6 -) 5,9 (-
6,6) ...

... noch die Sporenornamentierung, die anders als bei L. rufus nicht
strichförmig, sondern netzig aussieht:
Außerdem zeigten sich schwankende Flaschengestalten als Cheilozystiden:

Das hat mir Mut gemacht, den Torfmoosmilchling als Sieger auszurufen (den L.
Krieglsteiner nicht nur in den Astheimer Sanden, sondern überhaupt nicht
nachgewiesen hat).
Widerspruch?
Gruß
Hans-Jürgen

Hallo Markus, Andreas, Heinz, Jens und alle anderen Experten,

vielen Dank für die Hinweise und Tipps, die mir schon heute beim Auswerten der Frühlingspilze aus Astheim eine große Hilfe sind.

Bei der Gelegenheit kann mir vielleicht jemand von Euch auch in dieser Frage weiterhelfen. Wann immer ich Bovista/Lycoperdon/...-Sporen oder Capillitien von z.B. Schleimpilzen präpariere (in Wasser, wie es ganz gegen die ausgestellten Fotos üblicherweise meine Art ist), habe ich mit der Hygrophobie der Objekte zu kämpfen. Sie klumpen an einer Stelle, meistens in den kaum vermeidbaren Blasen, und halten sich wie wasserscheue ABC-Schützen von allem Feuchten fern. Bei den Capillitien habe ich den Eindruck, dass zusätzlich sogar noch etwas Fettes an den Hyphen haftet.

Da wünsche ich mir manchmal ein Detergens (volkssprachlich: einen Spritzer Spülmittel im Wasser). Nun glaube ich mich zu erinnern, (womöglich in den Pilzen der Schweiz, vielleicht auch in der Myxomyceten-Monographie) gelesen zu haben, dass "Präparieren mit Spülmittel (ergänze: im Wasser) keine wesentliche Verbesserung bringt." Das heißt aber doch umgekehrt auch: Es bringt keine Verschlechterung.

Was haltet Ihr davon? Und wie bringt Ihr den Sporen das Freischwimmen bei?

Danke für jede ernst gemeinte Zuschrift
und herzliche Grüße
Hans-Jürgen

Spülmittel ist nichts anderes als Kalilauge (KOH), nämlich eine organische Lauge. Beides entspannt das Wasser, nur bei Spülmittel sind wohl noch einige Aromastoffe zugefügt.
Gruß, Heinz Ebert

Hallo Markus, Andreas, Heinz, Jens und alle anderen Experten,
vielen Dank für die Hinweise und Tipps, die mir schon heute beim Auswerten
der Frühlingspilze aus Astheim eine große Hilfe sind.
Bei der Gelegenheit kann mir vielleicht jemand von Euch auch in dieser Frage
weiterhelfen. Wann immer ich Bovista/Lycoperdon/...-Sporen oder
Capillitien von z.B. Schleimpilzen präpariere (in Wasser, wie es ganz
gegen die ausgestellten Fotos üblicherweise meine Art ist), habe ich mit
der Hygrophobie der Objekte zu kämpfen. Sie klumpen an einer Stelle,
meistens in den kaum vermeidbaren Blasen, und halten sich wie wasserscheue
ABC-Schützen von allem Feuchten fern. Bei den Capillitien habe ich den
Eindruck, dass zusätzlich sogar noch etwas Fettes an den Hyphen haftet.
Da wünsche ich mir manchmal ein Detergens (volkssprachlich: einen Spritzer
Spülmittel im Wasser). Nun glaube ich mich zu erinnern, (womöglich in den
Pilzen der Schweiz, vielleicht auch in der Myxomyceten-Monographie)
gelesen zu haben, dass "Präparieren mit Spülmittel (ergänze: im
Wasser) keine wesentliche Verbesserung bringt." Das heißt aber doch
umgekehrt auch: Es bringt keine Verschlechterung.
Was haltet Ihr davon? Und wie bringt Ihr den Sporen das Freischwimmen bei?
Danke für jede ernst gemeinte Zuschrift
und herzliche Grüße
Hans-Jürgen

- kein Text -

Hallo Heinz Ebert,
KOH eine organische Lauge? Das hör ich zum ersten Mal. Dachte bisher, organische Verbindung müßten mindestens Kohlenstoff enthalten. Der Effekt, den Hans-Jürgen beschreibt, ist mir wohlbekannt und hat mich bei Sporenvermessungen auch schon zur Verzweiflung gebracht. Könnte Vanadin, das in Spülmitteln enthalten sein soll und zuweilen im mikroskopischen Kontext erwähnt wird, da helfen? Also: Chemiker (oder Physiker?) gefragt!.
Gruß Waldschrat

- kein Text -

Ich selbst ziehe die Methode vor, mit zwei Rasierklingen zu arbeiten. Ich
lege sie genau parallel zueinander und nehme sie aneinandergedrückt
zwischen Daumen und Zeigefinger. Mit dieser "Doppelklinge" ziehe
ich dann durch das zu untersuchende Objekt.

Im Prinzip mache ich es auch so. Allerdings habe ich festgestellt, daß mit dem "Ziehen" der doppelten Rasierklinge oft der Schnitt gestaucht wird. Für viele Präparate spielt das nicht die große Rolle. Aber z.B. bei Mycena-Huthautschnitten (das Übelste, was ich kenne) erreiche ich immer bessere Ergebnisse, wenn ich die doppelte Rasierklinge nur aufdrücke und dann mit einer Präpariernadel/Pinzette die Stücke rechts und links der Rasierklingen entferne. Anschließend versuche ich auch, mit Hilfe des auf dem Objektträger befindlichen Wassertropfens das zwischen den Klingen befindliche Präparat nur durch die Wirkung des Wassers abzulösen. Meist gelingt das auch, ohne daß ich mit einer Präpariernadel den Schnitt selbst berühren muß.

Um die Rasierklingen zu schonen, nehme ich Unterlagen aus Kunststoff, die uns Walter Pätzold zusammen mit seinen einseitig geschliffenen Rasierklingen verkauft hat. Die haben den Vorteil gegenüber z.B. Papier u.ä., daß die Rasierklingen länger halten.

Bei besonders harten Präparaten (Porlinge etc.) brachte uns Prof. Clemencon bei, daß man die besten Ergebnisse mit einem Skalpell mit abgerundeter - nagelneuer - Klinge unter dem Binokular erreicht. Man rollt dann die runde Skalpellklinge einfach ab. Ich muß sagen, daß ich mit dieser Methode die ersten gut brauchbaren Porlings- und Rhizomorphenschnitte zusammengebracht habe.

Viele Grüße,

Werner

Könnte Vanadin,
das in Spülmitteln enthalten sein soll und zuweilen im mikroskopischen
Kontext erwähnt wird, da helfen? Also: Chemiker (oder Physiker?) gefragt!.
Gruß Waldschrat

Nein, Invadin IFC ist nicht in Spülmitteln enthalten, es ist nur eines von vielen möglichen Detergenzien. Invadin IFC wird unter diesem Handelsnamen nicht mehr verkauft, entspricht aber wohl im wesentlichen Triton X100.

Spüli enthält auch derartige Detegenzien, aber auch noch eine Menge anderen Kram, um die Hände rückzufetten und die Schaum-menge zu optimieren(Problem ist, dass ein modernes Spüli zu WENIG schäumt und Hausfrau/Hausmann daher viel zu viel nimmt).

- kein Text -