Hallo Ditte,
vergiss es! Der kluge Mensch mikroskopiert Mollisia - zu deutsch
"Weichbecherchen". Da braucht man nicht für jeden Schnitt drei
Rasierklingen und sieht trotzdem nix! Trotz mehrtägigem Einweichen in
konzentrierter Kalilauge oder Schwefelsäure oder was die Porlingsfreaks da
alles nehmen.
Aber im Ernst, ich hasse gerade deswegen Porlinge. Man kann eigentlich nur
versuchen ein möglichst kleines Stück unter dem Bino auf den Objektträger
zu befördern, ihn dann mit zwei Nadeln zu zerzupfen und zwar am besten in
verdünnter KOH, dann spülen und färben. Nicht so meine Art zu
mikroskopieren, ehrlich gesagt, daher bin ich auch bekennender
Porlingsüberseher.
Aber vielleicht haben die Porlingsfreunde ja da noch Tipps, mich würde es
jedenfalls auch interessieren ob man von den Teilen überhaupt Schnitte
machen kann. Ich meine damit natürlich nicht ne Ceriporia reticulata,
sondern wir reden hier schon von Phellinus robustus und solchen Teilen,
gell!
beste Grüße,
Andreas

Jetzt mußte ich aber herzlich lachen, Andreas! Ich hatte dich schon fragen wollen, warum du Porlinge hasst, wo sie doch so hübsch sind und neben Schichtpilzen, A. mesenterica und Co. im Winter das einzige, was im kahlen Wald das Auge erfreut Nun weiß ich es! Und bin außerdem froh, dass es keine extradumme Frage war. Mollisias sind klein und dick? (so klingt jedenfalls der Name). Dick ist gut, klein weniger - dann sieht man sie nämlich nicht so gut :)) Und sie haben keinen Keimporus (Schniepel), nein? Morgen schau ich nach, was das eigentlich ist.
Sei lieb gegrüßt!
Ditte

Hilfe!!! Andreas!!!

Wie kannst du nur??? (ich glaub, bei meiner Tastatur klemmen ein paar Zeichen........)

Du hast nur mit den Klingen Recht: ein Schnitt und sie ist stumpf...

Aber: nichts kann man so hauchdünn schneiden, wie einen richtig harten Porling. Um so härter das Material, um so dünner kann man schneiden. Phellinus robustus? Super, nur her damit, macht Spaß, perfekt...

Ich weiche gar nicht ein - im Gegenteil. Zähe Fruchtkörper sind extrem nervig. Also: sehr dünnen Schnitt (üben... üben... üben... es gibt Techniken, z.B. ziehen statt drücken, nicht säbeln usw.) machen und in einem Tropfen Wasser mikroskopieren (nicht quetschen, ist nicht nötig, wenn er sehr dünn ist). Ggfls nachträglich KOH dazu, falls das Objekt trocken sein sollte und die generativen Hyphen kollabiert sind. Aber vorher auf Cystiden, Kristalle etc, achten.

Zum Bestimmen ist meist die Einordnung der Hyphensysteme wichtig (mono-, bi-, trimitisch etc.). Daws ist aber in den besseren Porlingsbüchern halbwegs gut erklärt.

Stolperstein: Skeletthyphen vs. skelettisierte Hypphen...

Das alles gibts ned bei dene Mollisien - wie langweilig

LG
Christopj

Hallo Ditte,
vergiss es! Der kluge Mensch mikroskopiert Mollisia - zu deutsch
"Weichbecherchen". Da braucht man nicht für jeden Schnitt drei
Rasierklingen und sieht trotzdem nix! Trotz mehrtägigem Einweichen in
konzentrierter Kalilauge oder Schwefelsäure oder was die Porlingsfreaks da
alles nehmen.
Aber im Ernst, ich hasse gerade deswegen Porlinge. Man kann eigentlich nur
versuchen ein möglichst kleines Stück unter dem Bino auf den Objektträger
zu befördern, ihn dann mit zwei Nadeln zu zerzupfen und zwar am besten in
verdünnter KOH, dann spülen und färben. Nicht so meine Art zu
mikroskopieren, ehrlich gesagt, daher bin ich auch bekennender
Porlingsüberseher.
Aber vielleicht haben die Porlingsfreunde ja da noch Tipps, mich würde es
jedenfalls auch interessieren ob man von den Teilen überhaupt Schnitte
machen kann. Ich meine damit natürlich nicht ne Ceriporia reticulata,
sondern wir reden hier schon von Phellinus robustus und solchen Teilen,
gell!
beste Grüße,
Andreas

Hallo Andreas,

ich wollts gestern schon sagen: wie dankbar ist doch ein Asco unterm Mikroskop und wie widerspenstig ein Porling. Bis man bei einem solchen was Brauchbares gefunden hat ist ein Döschen Deckgläser gesprengt und das Grundwasser chemisch verseucht.

Viele Grüße, Martin

Hallo Ditte,
vergiss es! Der kluge Mensch mikroskopiert Mollisia - zu deutsch
"Weichbecherchen". Da braucht man nicht für jeden Schnitt drei
Rasierklingen und sieht trotzdem nix! Trotz mehrtägigem Einweichen in
konzentrierter Kalilauge oder Schwefelsäure oder was die Porlingsfreaks da
alles nehmen.
Aber im Ernst, ich hasse gerade deswegen Porlinge. Man kann eigentlich nur
versuchen ein möglichst kleines Stück unter dem Bino auf den Objektträger
zu befördern, ihn dann mit zwei Nadeln zu zerzupfen und zwar am besten in
verdünnter KOH, dann spülen und färben. Nicht so meine Art zu
mikroskopieren, ehrlich gesagt, daher bin ich auch bekennender
Porlingsüberseher.
Aber vielleicht haben die Porlingsfreunde ja da noch Tipps, mich würde es
jedenfalls auch interessieren ob man von den Teilen überhaupt Schnitte
machen kann. Ich meine damit natürlich nicht ne Ceriporia reticulata,
sondern wir reden hier schon von Phellinus robustus und solchen Teilen,
gell!
beste Grüße,
Andreas

Hallo,

Christoph hat Recht, die härtesten Porlinge lassen sich am besten schneiden. Hier ein paar Bilder eines Phellinus trivialis, in Wasser mikroskopiert.

Blick in die Poren, am Porenrand sind die relativ kleinen Setae (braune Pfeilspitzen) erkennbar

und hier die Setae noch etwas größer

Alles Gute

Thomas

Hallo Thomas,

praktizierst Du das wirklich so? Vor allem diese Entwässerungsreihen und Ethanol ins Wasser und so? Hattest Du mal ne Glasscherbe die zum Schneiden von Mikropräparaten geeignet war und wo hattest Du die her?

beste Grüße,
Andreas

Moin Ditte,
bei so Widerspenstigem wie Kork … äh … Baumpilzen hilft nur Masse, um Klasse
zu bekommen. Die Übung machts, und du wirst selbst als erfahrene
"Schneiderin" nicht drumherum kommen, eine ganze Menge Schnitte
zu machen.
Tipp 1: Die Klinge niemals durch das Schnittgut drücken, sondern ziehen.
Tipp 2: Du brauchst nur winzigste Proben. Und je kleiner der Schnitt, desto
dünner kannst du ihn ausführen. Ein Handschnitt mit der Rasierklinge kann
mit etwas Übung nur 30 µm dick sein! Das reicht in aller Regel aus
Tipp 2 : Säbel‘ dein Beobachtungsmaterial nicht direkt vom Pilz, der ist
meist zu unhandlich. Schneide dir eine möglichst kleine Probe ab und
klemme sie in ein Trägermaterial. Das kann bspw. ein Styroporblöckchen
sein oder auch Holundermark.
Mit folgendem Trick kannst du das Material etwas weicher machen: Die Probe
wird zuerst entwässert. Dazu führst du sie durch eine Ethanolreihe
(Spiritus reicht): Jeweils 15 Minuten kommt die Probe in Ethanol von 60 %,
75 % und 100 % (π mal Auge, denn wenn du die Reihe mit normalem
Spiritus herstellst, hast du als Ausggangskonzentration maximal 98,ungrad
%).
Nachdem du die Probe so entwässert hast, überführst du sie in flüssiges
Paraffin, wo sie für ein paar Stunden bei 60° C (Backofen niedrigste Stufe
und verschlossene Tür) bleibt.
Den Paraffinblock mit Probe kannst du nun auf einem passenden Träger fixieren
und hauchdünne Schnitt anfertigen.
Ich weiß aber nicht, inwieweit Kristallstrukturen, die zur Bestimmung
notwendig sind durch das Etahnol zerstört werden.
Tipp 3 : Versuche mal statt Rasierklinge eine Glasscherbe (früher wurden in
Mikrotome, das sind Dünnschnittapparaturen, ebenfalls Glasscherben
eingesetzt). Ich weiß nicht, ob das heute noch genau so ist oder ob man
andere Schneidematerialien verwendet.
Tipp 4 : Schau doch mal, ob du an der Uni nicht Zugang zu einem Mikrotom
bekommst. Die Kollegen von der Zoologie, Botanik oder Medizin haben so
was.
Tipp 5 : Wenn du in Wasser mikroskopierst, versetze es mit etwa Ethanol, um
die Oberlächenspannung herab zu setzen. Ebenso solltest du die
Schnittfläche mit einem Wasser-Ethanol-Gemisch benetzen. Einen Schnitt
nimmst du am besten mit einem feinen Pinsel ab und überträgst ihn auch mit
dem Pinsel auf den Objektträger.
Aber der wichtigste Tipp ist wirklich: üben, üben, üben!
Grüßlis
Thomas

Mei, lieber Thomas, das war aber sehr ausführlich: ganz herzlichen Dank!
Etliche deiner Tipps kann ich gut beherzigen und mir merken. Das mit den verschiedenen Ethanolen und dem Wachs (davon hatte ich schon gehört) ist natürlich arg zeitaufwendig für eine Ganztagsberufstätige-die-auch-noch-täglich-in-den-Wald-will.
Nach einem Mikrotom aber werd ich mich erkundigen (obwohl die Akademie mit der Uni nix zu tun hat).

Herzliche Grüße in den Norden
Ditte

Moin Ditte,
bei so Widerspenstigem wie Kork … äh … Baumpilzen hilft nur Masse, um Klasse
zu bekommen. Die Übung machts, und du wirst selbst als erfahrene
"Schneiderin" nicht drumherum kommen, eine ganze Menge Schnitte
zu machen.
Tipp 1: Die Klinge niemals durch das Schnittgut drücken, sondern ziehen.
Tipp 2: Du brauchst nur winzigste Proben. Und je kleiner der Schnitt, desto
dünner kannst du ihn ausführen. Ein Handschnitt mit der Rasierklinge kann
mit etwas Übung nur 30 µm dick sein! Das reicht in aller Regel aus
Tipp 2 : Säbel‘ dein Beobachtungsmaterial nicht direkt vom Pilz, der ist
meist zu unhandlich. Schneide dir eine möglichst kleine Probe ab und
klemme sie in ein Trägermaterial. Das kann bspw. ein Styroporblöckchen
sein oder auch Holundermark.
Mit folgendem Trick kannst du das Material etwas weicher machen: Die Probe
wird zuerst entwässert. Dazu führst du sie durch eine Ethanolreihe
(Spiritus reicht): Jeweils 15 Minuten kommt die Probe in Ethanol von 60 %,
75 % und 100 % (π mal Auge, denn wenn du die Reihe mit normalem
Spiritus herstellst, hast du als Ausggangskonzentration maximal 98,ungrad
%).
Nachdem du die Probe so entwässert hast, überführst du sie in flüssiges
Paraffin, wo sie für ein paar Stunden bei 60° C (Backofen niedrigste Stufe
und verschlossene Tür) bleibt.
Den Paraffinblock mit Probe kannst du nun auf einem passenden Träger fixieren
und hauchdünne Schnitt anfertigen.
Ich weiß aber nicht, inwieweit Kristallstrukturen, die zur Bestimmung
notwendig sind durch das Etahnol zerstört werden.
Tipp 3 : Versuche mal statt Rasierklinge eine Glasscherbe (früher wurden in
Mikrotome, das sind Dünnschnittapparaturen, ebenfalls Glasscherben
eingesetzt). Ich weiß nicht, ob das heute noch genau so ist oder ob man
andere Schneidematerialien verwendet.
Tipp 4 : Schau doch mal, ob du an der Uni nicht Zugang zu einem Mikrotom
bekommst. Die Kollegen von der Zoologie, Botanik oder Medizin haben so
was.
Tipp 5 : Wenn du in Wasser mikroskopierst, versetze es mit etwa Ethanol, um
die Oberlächenspannung herab zu setzen. Ebenso solltest du die
Schnittfläche mit einem Wasser-Ethanol-Gemisch benetzen. Einen Schnitt
nimmst du am besten mit einem feinen Pinsel ab und überträgst ihn auch mit
dem Pinsel auf den Objektträger.
Aber der wichtigste Tipp ist wirklich: üben, üben, üben!
Grüßlis
Thomas

Hallo Thomas und alle anderen Porlingszerschneider,

Für größere Teile eines härteren Porlings sauber in kleinere Stücke zu bekommen, scheint mir die Bandsäge am besten geeignet, hat aber nicht jeder.
Satt Glasscherben nehme ich aber schon seit Jahren die 10 cm breiten Rasierklingen der Fensterputzer die sehr robust sind und nicht zerbrechen.
Achtung superscharf!

Beste Grüße
Hans

Tipp 3 : Versuche mal statt Rasierklinge eine Glasscherbe (früher wurden in
Mikrotome, das sind Dünnschnittapparaturen, ebenfalls Glasscherben
eingesetzt). Ich weiß nicht, ob das heute noch genau so ist oder ob man
andere Schneidematerialien verwendet.