Statistische Messreihenauswertung

Hallo zusammen,
ich wollte mal kurz darauf hinweisen, dass man ab jetzt im Forum von Harrys Pilzfotopage mein Programm zur statistischen Messreihenauswertung herunterladen und diskutieren kann:

http://www.pilzfotopage.de/Forum3/viewtopic.php?f=37&t=5322&p=22665#p22665

Dieses Forum hier, mein Lieblingsforum, fällt leider durch sein mir ansonsten viel sympathischeres Konzept der Beiträgeverwaltung aus.
@Georg: Du bist mit deinem Forum aber in meinem Programm im Dank erwähnt!

Auch ältere Messreihen kann man mit meinem Prog überarbeiten. Näheres findet ihr in der automatisch mit downloadbaren pdf-Datei.

LG, Jens

ich wollte mal kurz darauf hinweisen, dass man ab jetzt im Forum von Harrys
Pilzfotopage mein Programm zur statistischen Messreihenauswertung
herunterladen und diskutieren kann:
http://www.pilzfotopage.de/Forum3/viewtopic.php?f=37&t=5322&p=22665#p22665
Dieses Forum hier, mein Lieblingsforum, fällt leider durch sein mir ansonsten
viel sympathischeres Konzept der Beiträgeverwaltung aus.
@Georg: Du bist mit deinem Forum aber in meinem Programm im Dank erwähnt!
Auch ältere Messreihen kann man mit meinem Prog überarbeiten. Näheres findet
ihr in der automatisch mit downloadbaren pdf-Datei.

Hallo Jens

Vielen Dank erst einmal. Habe das Programm eben herunterladen und werde es in den nächsten Tagen ausprobieren. Meßreihen dürfte ich genügend haben.

LG Hartmut

Hallo Interessierte,

Ich habe ja gedacht, dass der eine oder andere zum Programm eine Frage hat, oder zumindest eine Meinung. Smaff ist immerhin über 90 mal heruntergeladen worden(ich hatte im Vorfeld auf 100 bis 150 getippt). Das Feedback ist allerdings nahe Null. Und darum hätte ich jetzt doch mal gerne ein paar Sichtweisen gehört/gelesen. Und sei es nur, z.B. "gefällt mir nicht, weil..." zu sagen. Smaff ist noch nicht ganz fertig, aber ohne Feedback ist mir ganz und gar nicht klar, ob es weitergehen soll,- oder lieber Sack zu.

LG, Jens

Ich habe ja gedacht, dass der eine oder andere zum Programm eine Frage hat,
oder zumindest eine Meinung. Smaff ist immerhin über 90 mal
heruntergeladen worden(ich hatte im Vorfeld auf 100 bis 150 getippt). Das
Feedback ist allerdings nahe Null. Und darum hätte ich jetzt doch mal
gerne ein paar Sichtweisen gehört/gelesen. Und sei es nur, z.B.
"gefällt mir nicht, weil..." zu sagen. Smaff ist noch nicht ganz
fertig, aber ohne Feedback ist mir ganz und gar nicht klar, ob es
weitergehen soll,- oder lieber Sack zu.

Hallo Jens

Warum so ungeduldig? Laß doch erst ein wenig damit arbeiten. Also ich bin bisher sehr zufrieden und habe es auch heute wieder angewand bei der Calostoma Vermessung. LG Hartmut

[image]

Hallo Jens

Wie Du weißt, habe ich ja die Vorgängerversionen schon gerne eingesetzt.
Die Handhabung ist sehr einfach und ich käme nicht auf die Idee, ein anderes
Programm zu benutzen. Eine Weiterentwicklung hat doch überhaupt keine Eile.
Wenn wieder Frischpilze da sind, kriegst Du sicher noch weitere Stellungnahmen.

LG Karl

Hallo Jens,

wie ich Dir ja schon schrieb, brauchen solche "Spezialwerkzeuge" wie Smaff ein wenig Zeit, um sich zu etablieren, und der Entwickler einen langen Atem. Der Anfang ist ja schon gemacht (die ersten Publikationen, in denen Smaff zitiert wird, sind auf dem Weg!). Das wird schon! Keine Sorge.

Grüßle
Jürgen

Moin Jens,
die Screenshots machen Lust darauf, das Pgm. auszuprobieren. Aber als Jünger der Produkte von Steve Jobs bleibt mir das leider verwehrt. Gibt es da Abhilfe?

Moin Thomas,

Das Prog ist nicht in Java geschrieben und deshalb kann ich es auch nicht für das Mac Betriebssystem bereitstellen.

Deine einzige Chance wäre ein Windows - Emulator. Ich weiß aber nicht, ob es da kostenlose für den Mac gibt. Kostenpflichtige gibt es auf alle Fälle.
Ich habe in Smaff extra das simpelste Textformat für die Ausgabe gewählt, weil meines Wissens alle Betriebssysteme *.txt Dateien können.
Für Linux gibt es WINE. Habe ich aber auch nicht ausprobiert. Nur mal so als Einstieg in die Materie.
Solltest du was finden und es läuft, wäre es schön, du würdest mich darüber informieren.

LG in den Norden,

Jens

Es ist das Update 3.1 verfügbar , welches einen BUG behebt, die vorformatierte Eingabe des Ergebnisses in Foren ermöglicht usw. Einfach die alte Version löschen oder beide nebeneinander betreiben.

Da du ja einer der wenigen bist, die durch den Erhalt von Pilzen anderer Kontinente auch jetzt noch Meßergebnisse posten, könnte die neue Funktion (Rechtklick) über dem Ergebnisfeld jetzt schon von Interessse sein. Damit kann man z.B. hier das Ergebnis vorformatiert einfügen, wenns gefällt...

Beispiel (Gyromitra esculenta):

Sporen [95% • 22 • SAP • v • H2O(nat) ] = 19,9 - 24,4 - 28,9(31,1) x 11,3 - 13,4 - 15,6 µm

LG, Jens

Hallo!

So, aber wie geht´s weiter?
Sollte das nächste Mal bei der gleichen Art die rote Kurve wieder so ähnlich aussehen an ungefähr der gleichen Position?

Cenangium acuum an Kiefernnadeln:
[image]
[image]
[image]

VG Ingo W

Hallo Ingo,
Zuerst einmal habe ich mich köstlich über deine Wortwahl amüsiert: "gesmafft"

So, aber wie geht´s weiter?

Du besitzt jetzt eine Aussage über die Sporengröße, die man mathematisch sinnvoll weiter benutzen kann. Du weißt, dass deine gemessen Werte gute Werte sind, da sie ausreißerfrei und normalverteilt sind. Die schwarze Kurve zeigt direkt keine Auffälligkeiten. Die kleine rechte Spitze in der Grafik darfst du bei diesem Stichprobenumfang nicht überbewerten. Die Stichprobenkurve stimmt grob mit der roten (theoretischen) überein. Die unten augeführten Parameter, wie Variationskoeffizient usw. zeigen auch keine Auffälligkeiten.
Diese deine Sporengrößenangabe würde ich bei einer eigenen Aufsammlung der gleichen Art gerne zur Verfügung haben, um meine Werte sinnvoll mit deinen vergleichen zu können.
Bisher gabst du ja auch Größenangaben der Sporen an. Jetzt hast du die Chance, die Werte so anzugeben, dass jeder auf einen Blick erkennen kann, wie sie entstanden und wie sie zu bewerten sind.

Sollte das nächste Mal bei der gleichen Art die rote Kurve wieder so ähnlich
aussehen an ungefähr der gleichen Position?

Die rote Kurve ist ja die theoretische Normalverteilung mit den errechneten (ich müsste jetzt eigentlich jedesmal "geschätzten" schreiben) Parametern der Stichprobe. Also eigentlich sollte sie schon so aussehen, wenn ich es recht überlege, da die bestimmenden Parameter ähnlich sein sollten.
Ich habe, gerade damit es grob vergleichbar ist, die y-Achse immer gleich und die x-Achse in Intervallen beschriftet, die immer ein Stück größer sind, als die aktuellen Stichproben-Volumengrößen.

Aber, du hast da ja ein Quetschpräparat und das ist doch in aller Regel eine Mischung aus reifen und unreiferen Sporen, oder? Da spielen natürlich die Mischungsverhältnisse zweischen reifen und unreifen und die Reife selbst eine nicht zu unterschätzende Rolle. Aber was dann wirklich wie vergleichbar wird, und ob, kann man wohl nur nach weiteren Stichproben erarbeiten. Smaff ermöglicht es immerhin, dafür die Werte schon mal in der Form vorzuhalten, das später damit Mittelwertvergleiche (kommt auf dem noch nicht fertigen Tab)durchgeführt werden können und man z.B. die Sporengröße als Differenzierungsmerkmal benutzen kann, oder auch Aussagen treffen, wie: Die Sporen kommen aus der gleichen Grundgesamtheit.
Ich bin übrigens schon erstaunt, dass du keine Ausreißer in deinem QPr hast.
Oder sind sie die schon gelöscht? Die Daten über Ausreißer und Normalverteilung werden übrigens in zukünftigen Versionen mit im Meßprotokoll abgespeichert (wohl wahlweise).
Mit QPr's habe ich übrigens leider keinerlei Erfahrung, da ich bisher hauptsächlich SAP-Präparate untersuchte,- und dann erst mal Smaff programmiert habe, weil ich der damaligen Diskussion im Fungiworld-Forum folgen konnte und die Argumentation als richtig erachte und meine Werte auch so angeben wollte.

Da Andreas G. damals bei seinen Mollisien in einer Foren-Diskussion die Normalverteilung seiner Sporen ausgeschlossen hat und ich bis heute nicht sicher bin, ob man immer eine Normalverteilung voraussetzen kann, bleiben weitere Messungen an Ascos auch in dieser Hinsicht interessant. Es kommen in der Natur nämlich anscheinend auch logarithmische Verteilungen vor (aber ob auch bei Pilzen?) und dann wäre ein Teil der in Smaff angewandten Mathematik nicht korrekt.

Ingo, Smaff ist ein Werkzeug. Was wir damit noch alles erkennen werden, muß die Zeit mit der Summe aller Auswertungen zeigen. Werte, die so ermittelt wurden, kann man jedenfalls zu sinnvollen Vergleichen heranziehen.
Und es macht keine großartige zusätzliche Arbeit. Im Gegenteil, wer mit Messprogrammen arbeitet, muß die Werte noch nicht einmal mehr zusammenkopieren.

LG,Jens

Hallo Jens!

Danke erst mal für die Antwort.
Ich habe den Becher für den Anfang für gut geeignet befunden, weil er für einen Becher relativ gleichmäßige Sporen hat und weil er auch in gesundem Milieu gewachsen ist, also zumindest die untersuchten Becher waren keinen schädigenden Einflüssen ausgesetzt. Also im Prinzip auch so wie es sein soll, der Rest meiner Frostuntersuchungen mit den resultierenden Abweichungen ist allemal ungeeignet für eine gute Bestimmung (aber dennoch interessant).

Ich werde wohl gleich mal einen Test hinterherschieben aus der gleichen Kollektion mit anderem Apo, mal sehen, wie das Diagramm dann aussieht.

Bis dahin!
Ingo

Hallo!

1. 20 Sporen:
[image]
2. 20 Sporen:
[image]
alle 40 Sporen:
[image]

Ich glaube, da muss ich noch etwas drauf rumdenken, bis ich das verstehe.

VG Ingo W

Hallo Ingo,

Geht es dir um die Grafik oder die errechneten Werte?
Schau dir mal jeweils die Mittelwerte an. Die stimmen doch schon sehr gut überein.
Sie sind eigentlich auch die wichtigste Angabe.
Ich sehe gerade, das auch die restlichen Größenangaben doch ziemlich gut übereinstimmen.
Teilweise sogar unter dem theoretischen Minimalmessfehler von 0,2µm.

Die Grafiken solltest du in diesem Fall nicht überbewerten. Sie orientieren sich mit ihrem x-Achsen Angaben an den größten und kleinsten Volumina und da gibt es bei den ersten 20 Sporen einen Wert des Volumens kleiner 100 und dadurch fängt die x Achse eher an, als bei den zweiten 20 Sporen.

Und falls du erwartest, dass die Grafik größer wird mit zunehmender Stichprobengröße: nein, da die Y-Achse eine relative Dichte anzeigt (also immer nur in % vom Ganzen)

Ich empfinde die Werte der beiden 20er Stichproben als überraschend ähnlich für ein Quetschpräparat. Hätte ich größer differenziert erwartet.

Ich glaube, da muss ich noch etwas drauf rumdenken, bis ich das verstehe.

Präziziere mal dein "drauf rumdenken"

LG, Jens

Hallo Jens!

Präziziere mal dein "drauf rumdenken"
LG, Jens

Also in meiner althergebrachten Angabe wäre es für
Becher 1 = 13,2-16,2 x 3,8-4,6
Becher 2 = 13,0-15,2 x 4,0-4,7
Wobei ich mich hier extra bemüht habe, alles zu messen, auch, wenn es augenscheinlich die gleiche Größe wie die Nachbarspore hat (wegen des Programms halt).
Wie gesagt, sonst schaue ich, was üblich ist und suche ein paar Ausnahmen nach oben und unten.

Die Sporen der Cenangium sind ziemlich reif, so in dem Rahmen halten sich momentan die Werte meiner Aufsammlung, können aber sicherlich durch Optimalreife noch ein klein wenig zulegen.

Zottos Fund auf der DVD ist z.B. so bemaßt:
(13)14-17,5(20) x 4,8-6,0
wobei man hier getrost den 20-iger weglassen kann, das war dann schon ein Ausrutscher oder Überreifer.
Die Breitenangabe harmorniert schon viel schlechter, juckt mich persönlich aber erst mal überhaupt nicht, weil es nur 1 Fund ist.

Andere Angaben wären:
Ellis:
12-15 x 3,5-5
Nordic:
10-16 x 4-6

Die Frage ist, was konkret kann ich aus der Smaff-Auswertung herauslesen, was mir bei einem problematischeren Fall weiterhelfen könnte oder anders gefragt, würde ich die 2.Messung mit Diagramm auf das Gesamt-Diagramm legen, würde ich es noch für das gleiche halten oder kämen mir womöglich noch schneller Zweifel, dass es was anderes ist.

Bei dem vorliegenden Pilz ist es einfach, weil er noch andere schöne Merkmale hat und auch substratspezifisch ist, also die Bestimmung passt sehr sicher.

Hast du vielleicht mal ein Beispiel, wo dir die statistische Auswertung dabei geholfen hat, zwei mikroskopisch sehr ähnliche Arten voneinander zu unterscheiden?

VG Ingo W

Hallo Ingo,

; Also in meiner althergebrachten Angabe wäre es für

Becher 1 = 13,2-16,2 x 3,8-4,6
Becher 2 = 13,0-15,2 x 4,0-4,7
Wobei ich mich hier extra bemüht habe, alles zu messen, auch, wenn es
augenscheinlich die gleiche Größe wie die Nachbarspore hat (wegen des
Programms halt).

Deine althergebrachten Werte wären in diesem Fall zwar knapp präziser, bei Smaff kann man aber davon ausgehen, dass die nächsten Werte des Pilzes mit 95%iger Wahrscheinlichkeit in die Angaben passen.
Du hast dir da aber auch einen Pilz ausgesucht, der kaum streut und das noch nicht einmal in einem Quetschpräparat.

Wie gesagt, sonst schaue ich, was üblich ist und suche ein paar Ausnahmen
nach oben und unten.

Da kommt dir natürlich deine Erfahrung zu Gute, die aber trotzdem von deiner eigenen Sichtweise (womöglich völlig unbewußt) beeinflusst sein dürfte, also keine neutale Werteschätzung ist.

Die Sporen der Cenangium sind ziemlich reif, so in dem Rahmen halten sich
momentan die Werte meiner Aufsammlung, können aber sicherlich durch
Optimalreife noch ein klein wenig zulegen.

Dann müssten sie aber dicker werden, da zottos sporen erst da anfangen, wo du aufhörst, sogar mit deinen Extremwerten.

Zottos Fund auf der DVD ist z.B. so bemaßt: (13)14-17,5(20) x 4,8-6,0
wobei man hier getrost den 20-iger weglassen kann, das war dann schon ein
Ausrutscher oder Überreifer.
Die Breitenangabe harmorniert schon viel schlechter, juckt mich persönlich
aber erst mal überhaupt nicht, weil es nur 1 Fund ist.

Ok, relativiert meine obere Aussage.

Andere Angaben wären: Ellis: 12-15 x 3,5-5

passt doch nicht schlecht, aber wie haben die die Werte ermittelt? Aiuf alle Fälle haben die auf 0,5 gerundet. Kannst du doch probeweise mal schnell einstellen. Ich habe ja deine Messwerte nicht.

Nordic: 10-16 x 4-6
Die Frage ist, was konkret kann ich aus der Smaff-Auswertung herauslesen, was
mir bei einem problematischeren Fall weiterhelfen könnte oder anders
gefragt, würde ich die 2.Messung mit Diagramm auf das Gesamt-Diagramm
legen, würde ich es noch für das gleiche halten oder kämen mir womöglich
noch schneller Zweifel, dass es was anderes ist.

Wenn du Werte hättest, die mit Smaff oder Gerds excel-tabelle o.ä. errechnet wurden und die gleichen Umstände bei der Messung hättest, wirds vergleichbar.

Bei dem vorliegenden Pilz ist es einfach, weil er noch andere schöne Merkmale
hat und auch substratspezifisch ist, also die Bestimmung passt sehr
sicher.
Hast du vielleicht mal ein Beispiel, wo dir die statistische Auswertung dabei
geholfen hat, zwei mikroskopisch sehr ähnliche Arten voneinander zu
unterscheiden?

Leider nein, da ich irgendwann die Schnauze voll hatte von den unterschiedlichen Angaben überall und eben der Sache auf den Grund gehen wollte, was dann in Smaff geendet ist. Und damit bin ich ja immer noch nicht ganz fertig: Tab "Stichprobenvergleich" soll das von dir angefragte mal ermöglichen.
Ich hatte damals geradezu Angst beim proggen, dass ich nicht mal Normalverteilungen in meinen Stichproben habe (Christoph H. hat mir gerade eben da wieder einen Dämpfer verpasst)
Bis ich alleine den Shapiro-Wilk test begriffen habe (also was da gerechnet wird und so) habe ich schon so lange gebraucht, dass ich das hier nicht posten werde, um nicht als Vollidiot dazustehen. Zu Glück hat sich die Sorge als unbegründet erwiesen und man hätte mich damals grinsend um den Tisch tanzen sehen können, was ich keinem wünsche..., als ich eigentlich nur Normalverteilungen hatte.
Was ich jetzt über Normalverteilungsstatistik weiß, muß ich mir bei den Pilzen noch erarbeiten.

N8, Jens

VG Ingo W

Hallo Jens!

Du hast dir da aber auch einen Pilz ausgesucht, der kaum streut und das noch
nicht einmal in einem Quetschpräparat.

Und ich dachte, das wäre günstig für den Anfang.
Auch bin ich ziemlich vorsichtig, nur nicht zu viel quetschen, habe ich gedacht.
So ängstlich bin ich sonst auch nicht, obwohl die unausgespuckten Sporen zum größten Teil sowieso schon die Größe der entlassenen erreicht hatten.

die aber trotzdem von deiner
eigenen Sichtweise (womöglich völlig unbewußt) beeinflusst sein dürfte,
also keine neutale Werteschätzung ist.

Das ist auf jeden Fall so, das Messverhalten ist wie eine Handschrift.

Dann müssten sie aber dicker werden, da zottos sporen erst da anfangen, wo du
aufhörst, sogar mit deinen Extremwerten.

Vielleicht nehme ich noch mal einen, der "stäubt", vielleicht sind sie dann dicker.

passt doch nicht schlecht, aber wie haben die die Werte ermittelt? Aiuf alle
Fälle haben die auf 0,5 gerundet. Kannst du doch probeweise mal schnell
einstellen. Ich habe ja deine Messwerte nicht.

Verstehe ich nicht, was soll ich einstellen?

Wenn du Werte hättest, die mit Smaff oder Gerds excel-tabelle o.ä. errechnet
wurden und die gleichen Umstände bei der Messung hättest, wirds
vergleichbar.

Ich verstehe schon die Gedanken, aber wenn es eine klare Richtlinie gäbe, an die sich alle anlehnen, dann wären ja bei den Größenangaben zur speziellen Art auch die Unterschiede in der konservativen Angabe geringer.

Wie du ja schon mal schriebst, muss man das alles etwas austesten, um vielleicht den hilfreichen zusätzlichen Informationsgewinn zu erkennen.

Vielleicht hat ja ein anderer Programm-Tester, der schon länger damit arbeitet mal ein Beispiel für mich, wie die statistische Auswertung geholfen hat, eine Art von einer anderen ähnlichen abzugrenzen.

VG Ingo W

Hallo Ingo,

Und ich dachte, das wäre günstig für den Anfang.
Auch bin ich ziemlich vorsichtig, nur nicht zu viel quetschen, habe ich
gedacht.
So ängstlich bin ich sonst auch nicht, obwohl die unausgespuckten Sporen zum
größten Teil sowieso schon die Größe der entlassenen erreicht hatten.
Das ist auf jeden Fall so, das Messverhalten ist wie eine Handschrift.

Deshalb sollten wir eigentlich alle mit Druckschrift schreiben, übertragen gedacht. Bei den Basidios, die nicht gerade eine total uncoole Form ist es ja einfach, Regeln auszustellen, damit alle gleich messen. Bei Ascos ist es dadurch, dass man oft nur Quetschpräparate machen kann, ungleich schwieriger, alle zur gleichen Mess-methodik/taktik zu bekommen.

Das man reife Ascos braucht, ist schon klar, aber wie du jetzt schriebst, hast du auch nur sehr vorsichtig gequetscht. Vielleicht ist das guter Ansatz- hauptsächlich reife Sporen im Präparat zu haben. Ich erfinde jetzt mal schnell das Quetschgewicht. Das ist ein genormtes Gewicht, das auf das Deckgläschen gestellt wird und mit einer Kraft von sagen wir mal 50 N eine Minute auf das Quetschpräparat drückt. Es gibt dann noch ein ein bischen schwereres für 20x20 Deckgläschen und jeweils eins für sehr zähe Ascos mit 100 N :-)

Allerdings hat man nach dem Messen leider öl auf dem Deckglässchen, was ein Nachquetschen, da man ja vorher so vorsichtig war, für weitere Untersuchungen zur Sauerei macht.

Vielleicht nehme ich noch mal einen, der "stäubt", vielleicht sind
sie dann dicker.

Ja, bitte..

Verstehe ich nicht, was soll ich einstellen?

Du kannst die Rundungsstellen der Sporenwerte auch auf 0,5 µm stellen (auf dem Tab"Einstellungen" Nachkommastellen)
In der Doku habe ich beschrieben, wie ich die Werte jeweils runde (aufrunden, abrunden)

Ich verstehe schon die Gedanken, aber wenn es eine klare Richtlinie gäbe, an
die sich alle anlehnen, dann wären ja bei den Größenangaben zur speziellen
Art auch die Unterschiede in der konservativen Angabe geringer.

Sehr wahrscheinlich, aber mit dieser Angabe kann man mathematische Vergleiche zwischen den Mittelwerten durchführen.

Wie du ja schon mal schriebst, muss man das alles etwas austesten, um
vielleicht den hilfreichen zusätzlichen Informationsgewinn zu erkennen.

Schon alleine, dass du sofort siehst, ob die Angaben aus vitalen oder exsikkierten(gibts das Wort?) Präparaten sind, sollte doch für dich als Zotto-belesener, ein enormer Informationsgewinn sein.

Vielleicht hat ja ein anderer Programm-Tester, der schon länger damit
arbeitet mal ein Beispiel für mich, wie die statistische Auswertung
geholfen hat, eine Art von einer anderen ähnlichen abzugrenzen.

Mit Smaff kann das nicht gewesen sein, da erstens die Version mit den Tests noch nicht lange bei den lieben Freiwilligen war, und eigentlich der Tab "Stichprobenvergleich", wo ja bis jetzt nur der Scatterplot zu sehen ist, mal diese Vergleiche ermöglichen soll. Aber da muß ich mich erst einlesen.
Ich dachte zuerst, man macht einen Mittelwert t-test und das wars....
Ist leider schwieriger und wird wieder einige Zeit kosten. Deshalb bin ich auch so wankelmütig, was die Weiterentwicklung angeht, wenn so wenig Resonanz kommt und ich das Gefühl bekomme, ich mach das nur für 10 Leute, die es hinterher wirklich anwenden und/oder es ist womöglich der falsche Weg. Den Zehnen kann ich besser eine Excel-Tabelle mit den Tests rübermailen und die rufen mich dann bei Probs persönlich an.

Ingo, Christoph H. hat doch Arten getrennt. Vielleicht sagt er ja was dazu.

LG, Jens

Hallo Jens!

Also noch mal 20 von einem Becher, der diesmal spuckreif war. Sicherlich sind die in der Länge um 13µm gemessenen Sporen eher ausgequetscht als wirklich reif.

Längenmäßig bin ich jetzt bei Zottos Fund, und die gestrige Aussage, dass der 20iger in seiner Angabe wohl als Ausrutscher vernachlässigbar sei, nehme ich dann mal gekonnt zurück.

[image]

Die ersten 40 gemessenen Sporen waren dann also für einen reifen Becher wenig representativ.
Obwohl, mal schauen, was die Becher machen, wenn sie überreif werden. Vielleicht komme ich dann auch zur Breite?

Viele Grüße
Ingo W

Hallo Ingo,

Groß (1972) ZfP hatte vorgeschlagen, das Volumen als Kombination von Länge und Breite zu wählen und mit diesem Wert Differenzierungen durchzuführen.
Schau dir mal die Volumen-Populationsgrenzen an. Die Spore ist zwar länger geworden, aber parallel schmaler. Das Volumen ist aber etwa gleichgroß geblieben. Vielleicht ein wichtiger Aspekt bei Ascos?

Nur mal so auf die Schnelle, muß mit dem Hund raus...

LG, Jens

Hallo Jens...

Da Andreas G. damals bei seinen Mollisien in einer Foren-Diskussion die
Normalverteilung seiner Sporen ausgeschlossen hat und ich bis heute nicht
sicher bin, ob man immer eine Normalverteilung voraussetzen kann, bleiben
weitere Messungen an Ascos auch in dieser Hinsicht interessant. Es kommen
in der Natur nämlich anscheinend auch logarithmische Verteilungen vor
(aber ob auch bei Pilzen?) und dann wäre ein Teil der in Smaff angewandten
Mathematik nicht korrekt.

ich gebe da Andreas (G.) Recht, zumindest in Bezug auf Basidiomyzeten. Die Sporenvolumina sind bei denen wohl eher in der Ausnahme normalverteilt. Das liegt daran, dass jede Sporenmessung eine Mischung unterschiedlicher Sporenpopulationen darstellt - es gibt neben 4-sporigen Basidien (als Standardfall) auch zweisporige im selben Fruchtkörper oder einsporige, die jeweils andere Volumina als Durchschnitt bilden. Die Verteilung sollte daher immer rechtsschief sein. Deshalb ist due Grundannahme einer Normalverteilung m.E. schon rein theoretisch nicht korrekt.
Bei meinen Sporenmessungen kamen auch meist rechtsschiefe Verteilungen heraus (ich habe mal mehrere Tausend Kremplingssporen vermessen).

Bei manchen Gattungen kann die Heterosporie sogar sehr deutlich sein, wenn zwei unterschiedliche Basidientypen unterschiedlich große Sporen produzieren - so z.B. bei manchen Amaniten (in den Tropen ist das bei Saftlingen der Hygr. firma-Gruppe ganz extrem). Hier ist auch die prozentuale Zahl zwei- unter den sonst voersoprigen Basidien teils interessant und kann durch die Rechtsschiefe der Verteilung teils nachträglich abgeschätzt werden...

Das nur als Gedanken dazu, obwohl ich das Tool noch nicht selbst getestet/verwendet habe.

Liebe Grüße
Christoph

Hallo Christoph,

ich gebe da Andreas (G.) Recht, zumindest in Bezug auf Basidiomyzeten.

Bei seiner Aussage ging es allerdings um Ascos.

Sporenvolumina sind bei denen wohl eher in der Ausnahme normalverteilt.
Das liegt daran, dass jede Sporenmessung eine Mischung unterschiedlicher
Sporenpopulationen darstellt - es gibt neben 4-sporigen Basidien (als
Standardfall) auch zweisporige im selben Fruchtkörper oder einsporige, die
jeweils andere Volumina als Durchschnitt bilden. Die Verteilung sollte
daher immer rechtsschief sein.

Ich stimme dir mit der möglichen Mischung zu, muß aber nach einigen eigenen Studien meinerseits sagen, dass gerade bei Basidios ich kaum mal eine richtig schiefe Verteilung hatte. Da aber auch dafür eine Bewertung im Prog möglich ist, werden die Stichprobenergebnisse zu div. Gattungen/ Arten ja zeigen können, wann es so keinen Sinn macht. Die problematischen Arten/Gattungen können dann ja ohne Probleme irgendwo veröffentlicht werden.

Dazu kommt, dass die größeren Sporen von einzelnen zweisporigen (.ö.ä) - Basidien, oder Sporen, die aus was weiß ich für Gründen sonst eine Mehrkernigkeit aufweisen, als Ausreißer rausfliegen würden.

Deshalb ist due Grundannahme einer
Normalverteilung m.E. schon rein theoretisch nicht korrekt.

Ohne die Grundannahme der Normalverteilung wären wir wieder bei MIN-MAX und könnten uns den ganzen Kram sparen.
Die Grundannahme ist auch nach deiner Argumentation korrekt, nur das es dann eine Mischung aus 2 oder mehreren Normalverteilungen wäre.

Bei meinen Sporenmessungen kamen auch meist rechtsschiefe Verteilungen heraus
(ich habe mal mehrere Tausend Kremplingssporen vermessen).

Dann hättest du doch super eine Mehrgipfeligkeit sehen können. Das schafft man ja mit kleineren Stichproben schlecht. Kannst du mir mal die Messwerte zukommen lassen?

Bei manchen Gattungen kann die Heterosporie sogar sehr deutlich sein, wenn
zwei unterschiedliche Basidientypen unterschiedlich große Sporen
produzieren - so z.B. bei manchen Amaniten (in den Tropen ist das bei
Saftlingen der Hygr. firma-Gruppe ganz extrem). Hier ist auch die
prozentuale Zahl zwei- unter den sonst voersoprigen Basidien teils
interessant und kann durch die Rechtsschiefe der Verteilung teils
nachträglich abgeschätzt werden...

In meiner programmbegleitenden Doku erwähne ich irgendwo, dass es bei bestimmten Arten/Gattungen aus obigen Gründen sein kann, dass man an die Grenzen der sinnvollen Sporenmessung unter diesen Bedingungen stoßen kann.
(Alternative?: Sporenkerne anfärben und Sporen nach der Anzahl der Kerne vermessen)

Das nur als Gedanken dazu, obwohl ich das Tool noch nicht selbst
getestet/verwendet habe.

Versuchs einfach mal. obwohl bei 1000 und mehr Sporen mußt du wahrscheinlich Geduld aufbringen.Mehrere "Tabellenwerte" werden über Näherungsverfahren errechnet und die habe ich noch nicht optimiert. Schon bei 100 Messwerten dauert es, jetzt gefühlt, 2 Sekunden, bis alles errechnet ist. da hätte ich dann gerne mal die Approximationen der Funktionen, die Excel verwendet.

LG, Jens

Hallo Jens und Christoph,

ich sehe den Sinn von Smaff darin, dass es mir Werte liefert, die mit anderen (vor allem aus der Literatur) einigermaßen vergleichbar sind, und zwar diejenigen Werte, die mit ähnlichen oder indentischen Methoden ermittelt wurden (Funga Nordica, PDS etc ...). Ob sich ein Naturphänomen "normalverteilt" verhält, ist ja kaum entscheidbar. Wir maßen uns an, Extremwerte als (ungebührliche) Außreißer wegzurechnen - nur so funktioniert das mit der Normalverteilung. Das ist so eine "als-ob" Statistik, die wir betreiben :-) .

Grüßle
Jürgen

Hallo Jürgen,

ich sehe den Sinn von Smaff darin, dass es mir Werte liefert, die mit anderen
(vor allem aus der Literatur) einigermaßen vergleichbar sind, und zwar
diejenigen Werte, die mit ähnlichen oder indentischen Methoden ermittelt
wurden (Funga Nordica, PDS etc ...). Ob sich ein Naturphänomen
"normalverteilt" verhält, ist ja kaum entscheidbar.

Wenn du Naturphänomen die Sporengröße meinst, sehe ich das anders. Sie ist, sofern die gleiche Kernzahl vorhanden ist, anscheinend normalverteilt. Auch der sehr pingelige Shapiro-Wilk Test hat bei den meisten meiner Stichproben die Normalverteilungsannahme bestätigt.

Wir maßen uns an, Extremwerte als (ungebührliche) Außreißer wegzurechnen -
nur so funktioniert das mit der Normalverteilung.

Das ist so nicht ganz korrekt. Ich hatte auch Normalverteilungen, obwohl anscheinend ein Ausreißer vorhanden war. Laut gängiger Literatur kann der Ausreißer sogar der wichtigste Wert einer Stichprobe sein, wobei ich das bei unseren Sporenmaßen nicht so sehe, und er gelöscht gehört.

:Das ist so eine "als-ob" Statistik, die wir betreiben :-) .

Nein, es ist schon richtige Statistik. Eine "als-ob" Statistik wäre es, wenn wir keine Normalverteilung hätten, aber trotzdem mit der Standardabweichung und dem t-Wert unsere Populationsgrenzen ausrechnen würden. Was womöglich gar nicht mal unbedingt zu besonders schlechten Ergebnissen führen muß.
Die Normalverteilungsannahme bestätigt sich aber meistens einerseits durch die Tests, andererseits durch die Annäherung der Kurven an die Normalverteilung und auch dass die Tests auf Ausreisser funktionieren. Und nur ab und zu mal mehr als einen Ausreisser zu finden (bei mir), ist ein weiterer guter Hinweis auf eine Normalverteilung, da teilweise in den Tests mit einer Normalverteilung verglichen wird und nur dadurch die Ausreißer erkannt werden.
Aber ich hatte bisher womöglich auch keine sporentechnisch problematische Art dabei.

Spätestens bei den Varianz- und Mittelwertvergleichen auf dem letzten nicht fertigen Tab wird sich zeigen, wie gut unsere Annahmen und Ergebnisse sind.

LG, Jens

Hallo Jens,

lassen wirs dabei, dass Smaff ein wertvolles, weil schnelles Statistiktool für Mykologen ist, und alle Welt mit der gauß'schen Glocke rechnet. Passt scho! Die Vergleichbarkeit ist gesichert. Das scheint mir das wichtigste. Ich halte Smaff ja auch für sehr nützlich. Die Skeptiker dürfen im unteren Abschnitt weiterlesen. Alle anderen, deren Zerstörung ihres mathematischen Weltbildes arge Gram verursachen würde: Bitte nicht weiterlesen! *g*

Grüßle
Jürgen

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Dass Normalverteilung ein rein theoretisches (platonisches) Konstrukt ist, das in vielen Bereichen - wo man es nicht vermuten würde - völlig unzuverlässig ist, geht eher ins Philosophische*. Naturphänomene, und da schließe ich Sporengrößen und -formen mit ein, verhalten sich vermutlich fraktal, also nach der Mandelbrot'schen Wahrscheinlichkeit.

*=Wens interessiert, vor allem der Beweis, dass die Normalverteilung bei Natur-, Sozial- und Wirtschaft-Phänomenen versagt, der leihe sich mal in der Bibliothek Bücher des Mathematikers und Statistikers Nassim Nicholas Taleb aus. Die sind auch für Laien sehr verständlich und vor allem unterhaltsam geschrieben.

Hallo Jürgen.

Oh je, ich hab weitergelesen. Hättest du mir das nicht eher sagen können. Smaff wäre doch auch viel schöner geworden, wenn ich je nach Pilzart eine dieser hübschen Grafiken erzeugt hätte, nicht war.... :(

http://www.bildschirmschoner-download.net/fraktale-mandelbrot/

LG, Jens

Hallo Jens,

Oh je, ich hab weitergelesen. Hättest du mir das nicht eher sagen können.
Smaff wäre doch auch viel schöner geworden, wenn ich je nach Pilzart eine
dieser hübschen Grafiken erzeugt hätte, nicht war.... :(

Wiegesagt: Es ist nur eine Vermutung von mir, dass sich Sporengrößen (und -formen) fraktal verhalten. Wie man das mathematisch in einem Mess-Tool verwirklicht ... keinen blassen Schimmer.

Grüßle
Jürgen

Hallo an alle,

Ohne die Grundannahme der Normalverteilung wären wir wieder
bei MIN-MAX und könnten uns den ganzen Kram sparen.

Unsinn! Egal wie die Basis-Verteilung ist, sind Mittelwert und Standardabweichung präzise definiert, und schon die Streuung der Mittelwerte ist (bei ausreichender Stichprobe) auch dann normalverteilt, wenn es die Einzelwerte nicht sind.

Nicht umsonst nehmen fast alle Statistik-Bücher Würfel als Beispiel, obwohl da die Zahlen 1-6 nicht normalverteilt, sondern diskret gleichverteilt sind.

Grüße,

Wolfgang

Hallo Walter,

Hallo an alle,

Ohne die Grundannahme der Normalverteilung wären wir wieder
bei MIN-MAX und könnten uns den ganzen Kram sparen.

Unsinn! Egal wie die Basis-Verteilung ist, sind Mittelwert und
Standardabweichung präzise definiert, und schon die Streuung der
Mittelwerte ist (bei ausreichender Stichprobe) auch dann normalverteilt,
wenn es die Einzelwerte nicht sind.

Ohne die Grundannahme der Normalverteilung sollten wir wohl keine Populationsgrenzen mit dem t-Wert berechnen. Die t-Verteilung basiert in der Herleitung doch auf der Standardnormalverteilung. Die Anwendung wäre dann wohl schlicht falsch.
Auch die weiteren Tests in Smaff setzen zumindest die Annahme der Normalverteilung in der Grundgesamtheit vorraus.

Woher da dann dein ausdrückliches "Unsinn!" kommt, kann ich so nicht ganz nachvollziehen.

Nicht umsonst nehmen fast alle Statistik-Bücher Würfel als Beispiel, obwohl
da die Zahlen 1-6 nicht normalverteilt, sondern diskret gleichverteilt
sind.

Deshalb sind diese Beispiele auch nur dafür zu gebrauchen, uns die Abstraktion des Integrals unter der Verteilung als Wahrscheinlichkeit näher zu bringen.

LG, Jens

Die t-Verteilung basiert in
der Herleitung doch auf der Standardnormalverteilung. Die Anwendung wäre
dann wohl schlicht falsch.
Auch die weiteren Tests in Smaff setzen zumindest die Annahme der
Normalverteilung in der Grundgesamtheit vorraus.
Woher da dann dein ausdrückliches "Unsinn!" kommt, kann ich so
nicht ganz nachvollziehen.

Hallo Jens,

dass die berechneten Konfidenzintervalle eine Normalverteilung voraussetzen, will ich nicht abstreiten. Daher war ich auch noch nie ein Freund davon, und ziehe die allgemeingültigen Angaben von Mittelwert und Standardabweichung vor.

Der "Unsinn" bezog sich genau darauf, als ob man nur die Wahl hätte, entweder antiquierte Min-Max-Werte anzugeben oder sich eine Normalverteilung der Sporen schönzudenken.

Die Streuung von Mittelwerten ist aber per se immer normalverteilt, so dass wir uns einfach nur auf dieses Merkmal konzentrieren müssen und damit ein umfangreiches Instrumetarium der Statistik verwenden können - egal wie die Verteilung der Einzelsporen aussieht.

Nichtsdestoweniger haben auch all die Ausreißertests etc. ihre Berechtigung, und die Verteilung der Pilzsporen ist einer Normalverteillung ja nicht unähnlich. Ich meine mich sogar zu erinnern, dass man beweisen kann, dass bei jeder anderen Verteilung als einer Normalverteilung zu wenig Ausreißer gefunden werden (was besser ist als zu viele) - ich weiß aber nicht mehr für welche Ausreißertests das gilt.

Was ich an smaff-Screenshots gesehen habe, macht wirklich Laune. Bisher hatte ich noch keine Zeit, selbst damit herumzuspielen, aber zu gegebener Zeit werde ich das sicher tun.

Gruß,

Wolfgang
(nicht "Walter")

Hallo Wolgang,

dass die berechneten Konfidenzintervalle eine Normalverteilung voraussetzen,
will ich nicht abstreiten. Daher war ich auch noch nie ein Freund davon,
und ziehe die allgemeingültigen Angaben von Mittelwert und
Standardabweichung vor.
Der "Unsinn" bezog sich genau darauf, als ob man nur die Wahl
hätte, entweder antiquierte Min-Max-Werte anzugeben oder sich eine
Normalverteilung der Sporen schönzudenken.

Dazu habe ich gerade eben Christoph hier im Thread eine Antwort geschrieben...

Die Streuung von Mittelwerten ist aber per se immer normalverteilt, so dass
wir uns einfach nur auf dieses Merkmal konzentrieren müssen und damit ein
umfangreiches Instrumetarium der Statistik verwenden können - egal wie die
Verteilung der Einzelsporen aussieht.

Ja, Mittelwert-T-tests und/oder Anova. Beide setzen eine Normalverteilung vorraus, wenn die Mathematik dahinter richtig funktionieren soll.
Da jetzt letztens vor dem Update über 110 Pilzler Smaff heruntergeladen hatten, werde ich wohl mit Smaff weitermachen und zumindest noch die T-test integrieren.

Nichtsdestoweniger haben auch all die Ausreißertests etc. ihre Berechtigung,
und die Verteilung der Pilzsporen ist einer Normalverteillung ja nicht
unähnlich. Ich meine mich sogar zu erinnern, dass man beweisen kann, dass
bei jeder anderen Verteilung als einer Normalverteilung zu wenig Ausreißer
gefunden werden (was besser ist als zu viele) - ich weiß aber nicht mehr
für welche Ausreißertests das gilt.

Ich habe 4 Ausreißertests in Smaff implementiert. Auch den von Dir damals favorisierten Nalimov-test. Der ist aber auf unserem 95% Konfidenzintervall zu scharf (er findet zu viele Ausreißer. In meiner Doku zum Programm weise ich auf einen Workaraound mit Nalimov hin, wie man es anders machen könnte.

Was ich an smaff-Screenshots gesehen habe, macht wirklich Laune. Bisher hatte
ich noch keine Zeit, selbst damit herumzuspielen, aber zu gegebener Zeit
werde ich das sicher tun.

Gerne, ich freue mich schon auf deine Kritik ;-)

Gruß,
Wolfgang
(nicht "Walter")

Bitte entschuldige, ich weiß natürlich das du Wolfgang bist. Walter Pätzold hatte aber die gleichen Initialen und ich habe euch leider sogar schon dahingegehend verwechselt, das ich ihm damals eine Mail geschickt habe, die an dich gerichtet war und er dann so was fragte, wie: "Wie jetzt?"

LG, Jens

Ich habe 4 Ausreißertests in Smaff implementiert. Auch den von Dir damals
favorisierten Nalimov-test. Der ist aber auf unserem 95%
Konfidenzintervall zu scharf (er findet zu viele Ausreißer. In meiner Doku
zum Programm weise ich auf einen Workaraound mit Nalimov hin, wie man es
anders machen könnte.

Hallo Jens,

das war der einzige Ausreißertest, den ich aus meiner Vorlesung behalten hatte.

In dem letzten Jahr hast Du mich, was die Mathematik angeht, locker überholt. Freut mich aber, dass ich zumindest als "Stein des Anstoßes" mit dazu beigetragen habe, dass Du so tief in die Materie eingetaucht bist.

Grüße,

Wolfgang

P.S.: jetzt muss ich Dich nur noch davon überzeugen, mit den Konfidenzintervallen aufzuhören

;-)

Hallo Janes...

Bei seiner Aussage ging es allerdings um Ascos.

Ich weiß, deshalb habe ich mich ja zusätzlich auf Basidiomyzeten bezogen...

Ich stimme dir mit der möglichen Mischung zu, muß aber nach einigen eigenen
Studien meinerseits sagen, dass gerade bei Basidios ich kaum mal eine
richtig schiefe Verteilung hatte. Da aber auch dafür eine Bewertung im
Prog möglich ist, werden die Stichprobenergebnisse zu div. Gattungen/
Arten ja zeigen können, wann es so keinen Sinn macht. Die problematischen
Arten/Gattungen können dann ja ohne Probleme irgendwo veröffentlicht
werden.

O.k., das klingt vernünftig, wobei ich eigentlich meist rechtsschiefe Verteilungen erhalte. Ich messe meist mindestens 30 Sporen, im Idealfall 60 Sporen pro Kollektion aus.

Dazu kommt, dass die größeren Sporen von einzelnen zweisporigen (.ö.ä) -
Basidien, oder Sporen, die aus was weiß ich für Gründen sonst eine
Mehrkernigkeit aufweisen, als Ausreißer rausfliegen würden.

Das ist eben die Frage... Man muss zudem überlegen, was man betrachtet: Volumen, Länge, Breite? In der Länge fallen Sporen mit größerem Volumen meist nicht eben auf.

ich wiederum habe meist Länge und Breite betrachtet, da das Volumen nur mit relativ großer Unsicherheit feststellbar ist (Messgenauigkeit einer Einzelmessung Länge oder Breite bei mininmal 0,3 µm, realistisch eher bei ca. 0,5 µm). Kleine Messfehler in der Sporendicke machen einen großen Fehler beim Volumen aus.

Aber selbst bei den Volumina ist m.E. die Schwankung meist so groß, dass Sporen von zweisporigen Basidien kein eigenes Maximum bilden.

Wie entscheidet man nun, was als Ausreißer rausgenommen werden muss? Ich messe dann lieber mehr Sporen, sodass die sog. Ausreißer nicht ins Gewicht fallen. Und habe ich dann viele "Ausreißer", sind es eben keine, sondern gehören zur typischen Variabilität der Sporen dazu.

Ohne die Grundannahme der Normalverteilung wären wir wieder bei MIN-MAX und
könnten uns den ganzen Kram sparen.

Das stimmt so nicht, wie ja auch schon anderweitig hier erwähnt wurde. Diese Aussage ist (ein bisserl) polemisch (sorry). Mittelwerte kann man nämlich dennoch bilden!

Und man kann auch bei schiefen Verteilungen z.B. 95%-Bereiche definieren. Notfalls eben numerisch über die Fläche unter der Verteilung, aber das geht (und gar nicht mal so schlecht). Ich neige ohnehin dazu, den Mittelwerten (z.B. bei Sporenlänge und Sporenbreite) ein hohes Gewicht beizumessen. Und die Mittelwerte der verschiedenen Kollektionen dürften wieder eher normalverteilt sein - nur fehlen hier meist genügend Messdaten.

Die Grundannahme ist auch nach deiner Argumentation korrekt, nur das es dann
eine Mischung aus 2 oder mehreren Normalverteilungen wäre.

Stimmt, aber man kann die Sporen eben nicht auseinanderdröseln, weshalb man insgesamt eben eine schiefe Verteilung erhält. Die Addition zweier, dreier oder von vier Normalverteilungen ist eben keine Normalverteilung.

Dann hättest du doch super eine Mehrgipfeligkeit sehen können. Das schafft
man ja mit kleineren Stichproben schlecht. Kannst du mir mal die Messwerte
zukommen lassen?

Nein, es gab keine Mehrgipfeligkeit. Ich habe auch nicht 2000 Sporen einer Kollektion vermessen, sondern jeweils 60 Sporen (meistens) von diversen Kollektionen. Die Mischung aus allen Kollektionen ergibt dann eine Verteilung ohne Gipfel. Ich denke, eine Zweigipfeligkeit erhält man bei manchen Amaniten ganz gut.

Zu den Messwerten - ich habe die Kremplinge vor mehr als 10 Jahren durchmikroskopiert und die Daten auch publiziert. Die einzelnen Messungen habe ich auf einer alten Festplatte, die gecrasht ist und zudem handschriftlich irgendwo im Archiv (dreimal umgezogen, Platzmangel wegen zu viel Literatur usw.). Ich werde aber versuchen, an die alten Daten wiede ranzukommen...

In meiner programmbegleitenden Doku erwähne ich irgendwo, dass es bei
bestimmten Arten/Gattungen aus obigen Gründen sein kann, dass man an die
Grenzen der sinnvollen Sporenmessung unter diesen Bedingungen stoßen kann.
(Alternative?: Sporenkerne anfärben und Sporen nach der Anzahl der Kerne
vermessen)

Die Alternative des Anfärbens ist einerseits zu aufwendig und andererseits würde die Färbung die Sporen manipulieren - sprich: die Messwerte sind nicht mehr vergleichbar, es sei denn, ich messe nur noch in dem Färbemedium.

Versuchs einfach mal. obwohl bei 1000 und mehr Sporen mußt du wahrscheinlich
Geduld aufbringen.Mehrere "Tabellenwerte" werden über
Näherungsverfahren errechnet und die habe ich noch nicht optimiert. Schon
bei 100 Messwerten dauert es, jetzt gefühlt, 2 Sekunden, bis alles
errechnet ist. da hätte ich dann gerne mal die Approximationen der
Funktionen, die Excel verwendet.

Ach, das sind doch keine Wartezeiten ;-) . Im Moment bin ich ziemlich aus den aktiven Messungen draußen, da ich mehr Zeit in Organisation stecke, denn aktiv zu forschen. Aber das kann sich jederzeit wieder ändern ^^

LG
Christoph

Hallo Christoph,

Ich weiß, deshalb habe ich mich ja zusätzlich auf Basidiomyzeten bezogen...
O.k., das klingt vernünftig, wobei ich eigentlich meist rechtsschiefe
Verteilungen erhalte. Ich messe meist mindestens 30 Sporen, im Idealfall
60 Sporen pro Kollektion aus.
Das ist eben die Frage... Man muss zudem überlegen, was man betrachtet:
Volumen, Länge, Breite? In der Länge fallen Sporen mit größerem Volumen
meist nicht eben auf.
ich wiederum habe meist Länge und Breite betrachtet, da das Volumen nur mit
relativ großer Unsicherheit feststellbar ist (Messgenauigkeit einer
Einzelmessung Länge oder Breite bei mininmal 0,3 µm, realistisch eher bei
ca. 0,5 µm). Kleine Messfehler in der Sporendicke machen einen großen
Fehler beim Volumen aus.

Du hättest das Smaff mal ausprobieren sollen. Du kannst dir deine Stichproben, sofern sie die passende Dateistruktur und/oder Namen haben, in Sekunden mit allen möglichen Daten anschauen, auch als tabelle und du kannst auch im Scatterplot Häufungen feststellen, genau wie im QQ-plot solche Sachen sichtbar werden.

Aber selbst bei den Volumina ist m.E. die Schwankung meist so groß, dass
Sporen von zweisporigen Basidien kein eigenes Maximum bilden.

Keine Ahnung, schick doch mal die Daten rüber, schon alleine, damit ich mal eine richtig große Stichprobe zur Verfügung habe.

Wie entscheidet man nun, was als Ausreißer rausgenommen werden muss? Ich
messe dann lieber mehr Sporen, sodass die sog. Ausreißer nicht ins Gewicht
fallen.

Oh, oh! Genau der gleiche Satz ist mir in einem persönlichen Mailwechsel mit Wolfgang P. aus der Tastatur gerutscht und ich war davon auch überzeugt. Jetzt, über ein Jahr und viel Literatur später bin ich Wolfgangs Meinung. Ausreisser gehören raus und dadurch muß ich auch nicht mehr soviel messen.

Smaff hat 4 verschiedene Ausreissertests für Normalverteilungen implementiert.
Die Mathematik dahinter, also die Beweise basieren mal auf MonteCarlo-Simulationen mal auf Korrelation mit der Normalverteilung. Das ist alles schon zigfach erprobt und wird woanders auch benutzt.

Und habe ich dann viele "Ausreißer", sind es eben keine,
sondern gehören zur typischen Variabilität der Sporen dazu.

Die wären aber auch in den Plots sichtbar, würden dafür sorgen, das die Annahme der Normalverteilung abgelehnt wird usw.

Das stimmt so nicht, wie ja auch schon anderweitig hier erwähnt wurde. Diese
Aussage ist (ein bisserl) polemisch (sorry). Mittelwerte kann man nämlich
dennoch bilden!

Ja, sie sollte auch polemisch sein. Wie die Mathematik dahinter funktioniert, sollte mir schon klar sein, wenn ich das programmiere, schon dadurch, das ich nicht auf irgendwelche fertigen "Includes" zugreifen konnte und mir alles selber schreiben mußte.

Und man kann auch bei schiefen Verteilungen z.B. 95%-Bereiche definieren.
Notfalls eben numerisch über die Fläche unter der Verteilung, aber das
geht (und gar nicht mal so schlecht). Ich neige ohnehin dazu, den
Mittelwerten (z.B. bei Sporenlänge und Sporenbreite) ein hohes Gewicht
beizumessen. Und die Mittelwerte der verschiedenen Kollektionen dürften
wieder eher normalverteilt sein - nur fehlen hier meist genügend
Messdaten.

Genau so sehe ich das auch. Smaff kann hier doch sehr gut helfen.
Und dann könnte später mit Mittelwertvergleichen oder Anova wirklich mal die eine oder andere Abweichung von der Norm festgestellt werden.

Stimmt, aber man kann die Sporen eben nicht auseinanderdröseln, weshalb man
insgesamt eben eine schiefe Verteilung erhält. Die Addition zweier, dreier
oder von vier Normalverteilungen ist eben keine Normalverteilung.

So häufig sind diese Mischungen auch wieder nicht, jedenfalls nicht bei mir, bzw. nicht erkennbar. Smaff gibt übrigens die Schiefe der verteilung mit aus und da habe ich mal rechtsschife und mal linksschife Verteilungen gehabt.

Nein, es gab keine Mehrgipfeligkeit. Ich habe auch nicht 2000 Sporen einer
Kollektion vermessen, sondern jeweils 60 Sporen (meistens) von diversen
Kollektionen. Die Mischung aus allen Kollektionen ergibt dann eine
Verteilung ohne Gipfel. Ich denke, eine Zweigipfeligkeit erhält man bei
manchen Amaniten ganz gut.

Schade, ich hätte gerne mal einen großen Datensatz besessen.
Ich werde mir im kommenden Jahr mal ein paar Amaniten vornehmen.

Zu den Messwerten - ich habe die Kremplinge vor mehr als 10 Jahren
durchmikroskopiert und die Daten auch publiziert. Die einzelnen Messungen
habe ich auf einer alten Festplatte, die gecrasht ist und zudem
handschriftlich irgendwo im Archiv (dreimal umgezogen, Platzmangel wegen
zu viel Literatur usw.). Ich werde aber versuchen, an die alten Daten
wiede ranzukommen...

Also wenn du nur 60 Stück vermessen hast, brauchst dir meinetwegen keine Arbeit machen.

Die Alternative des Anfärbens ist einerseits zu aufwendig und andererseits
würde die Färbung die Sporen manipulieren - sprich: die Messwerte sind
nicht mehr vergleichbar, es sei denn, ich messe nur noch in dem
Färbemedium.

Ist mir klar, aber wenn man keine andere Chance hat? War ja auch erstmal nur eine Idee für problematische Fälle, die Groß 1972 ZfP schon hatte.

Ach, das sind doch keine Wartezeiten . Im Moment bin ich ziemlich aus den
aktiven Messungen draußen, da ich mehr Zeit in Organisation stecke, denn
aktiv zu forschen. Aber das kann sich jederzeit wieder ändern ^^

Im aktuellen Download von Smaff sind ein paar Beispielstichproben zum Spielen dabei..

LG, Jens

Hallo Jens...

Smaff hat 4 verschiedene Ausreissertests für Normalverteilungen
implementiert.
Die Mathematik dahinter, also die Beweise basieren mal auf
MonteCarlo-Simulationen mal auf Korrelation mit der Normalverteilung. Das
ist alles schon zigfach erprobt und wird woanders auch benutzt.

Klar, der Monte-Carlo-Algorithmus (als Beispiel) ist gut bekannt. Einen Beweis sehe ich aber nicht, höchstens einen Test (wie Du im ersten Satz ja schreibst). Man stellt die Hypothese auf, der Wert sei ein Ausreißer und testet die Wahrscheinlichkeit, mit der diese Aussage stimmt. Mich interessieren die Mittelwerte der Sporenmessungen mehr als die Grenzen, weshalb ich eher einen t-Test anwende, wenn ich viele Individuen einer Art ausgemessen habe. Aber das würde jetzt zu weit führen, denke ich.

Ja, sie sollte auch polemisch sein. Wie die Mathematik dahinter funktioniert,
sollte mir schon klar sein, wenn ich das programmiere, schon dadurch, das
ich nicht auf irgendwelche fertigen "Includes" zugreifen konnte
und mir alles selber schreiben mußte.

Gut, das verstehe ich jetzt nicht ganz. Ich glaube nicht, dass irgendwer deine mathematischen oder programmiertechnischen Fähigkeiten angezweifelt hat. Niemand, auch ich nicht, möchte die Leistung, das Programm zu entwickeln, schmälern. Ich frage einfach der Neugierde halber nach, kann das aber auch sein lassen, wenn es Dich nervt.

Aussagen der Art, wenn es keine Normalverteilung wäre, dann wäre man wieder bei min-max-Angaben stimmen halt schlicht und ergreifend nicht. Deshalb verstehe ich den Zweck einer solchen Aussage nur nicht. Durch eine falsche Aussage kann man doch keine These untermauern?!

Schade, ich hätte gerne mal einen großen Datensatz besessen.
Ich werde mir im kommenden Jahr mal ein paar Amaniten vornehmen.
Also wenn du nur 60 Stück vermessen hast, brauchst dir meinetwegen keine
Arbeit machen.

Kein Problem. Ich habe ca. 3500 Sporen vermessen, aber eben pro Kollektion ca. 60. Ich denke, wir haben hier einen unterschiedlichen Ansatz. Ich wollte, da ich die Kremplinge revidiert habe, wissen, in welchem Bereich die Sporenmaße (Mittelwerte) der Art Paxillus involutus s.str. (als Beispiel) schwanken. Hintergrund: Misst man die Sporen eines Kremplingsfruchtkörpers, so ist dies ja nur ein Stichprobentest, der prüfen soll, ob der Fruchtkörper Paxillus involutus zugeordnet werden kann oder nicht. Das ist ja letzten Endes das, worum es geht... Ist es Art a, b oder c oder kann man die Arten anhand der Sporenmaße nicht trennen (was der Fall wäre, wenn z.B. die Mittelwerte beider Arten überlappen).

Dafür muss man von einer Art aber viele Kollektionen durchmessen. Und erst dann bringt es etwas, die Messwerte einer neuen Kolletkion damit zu vergleichen.

Insofern finde ich einen Test auf richtige Zuordnung zu einer Art ein lohnenswertes, wenn auch arbeitsintensives Fernziel. Ohne Grundlagedaten kann man ja die eigene Sporenmessung mit nichts vergleichen. Hat man nur min-max-Angaben, die ja stark von der Zahl der gemessenen Sporen abhängt, kann man mit einer Standardabweichung eigener Messwerte wenig anfangen, da man Äpfel mit Birnen vergleicht. Bei vielen Arten fehlt einfach die Datengrundlage.

Dein Programm möchte aber von einer einzigen Messung z.B. die Standardabweichung bestimmen, was mit einer Pilzbestimmung ja erstmal gar nichts zu tun hat. Also eine andere Intention.

Fasst man aber z.B. alle Messungen zu einer Art zusammen (z.B. 50 Kollektionen a 60 Sporen), so erhält man eine Verteilung und kann auch hier Intervalle definieren. Vergleicht man dann eine 51. Kollektion, kann man testen, ob es die selbe Art sein kann...

Ist mir klar, aber wenn man keine andere Chance hat? War ja auch erstmal nur
eine Idee für problematische Fälle, die Groß 1972 ZfP schon hatte.

Ja, das ist schwierig. Deshalb würde ich hier eben mit einer Verteilung, die eine Addition einzelner Verteilungen wäre, arbeiten, auch wenn das statistisch schwieriger ist.

Im aktuellen Download von Smaff sind ein paar Beispielstichproben zum Spielen
dabei..

Werde ich mir anschauen ;-)

Probleme habe ich im Übrigen bei Volumenangaben mit der Messgenauigkeit. Z.B. wie schon hier im Thread angedeutet - Volumenangaben bei Entoloma-Sporen. Wie soll das gehen? Oder bei Sporen, die zwei verschiedene Dicken haben (Panaeolus, manche Tintlinge). Hier kann man dann wohl nur mit den Sporenlängen sauber arbeiten und muss die Breiten am Bildschirm interpretieren, da man schätzen muss, ob man nun die kleinere oder größere Breite hat und nie alle drei zu einer Spore zusammenbekommt.

Deshalb arbeitete ich bislang v.a. mit Sporenlängen (prozentuale Messgenauigkeit ist höher als bei der Breite) und habe die Volumina nur als Zusatz mitgenommen. Bei Röhrlingen, mit denen ich am meisten gearbeitet habe, ist bereits die Sporenform problematisch, um das Volumen zu bestimmen (eben auch nicht rotationssysmmetrisch).

Nur so ein paar Gedanken...

LG
Christoph

Hallo Jens...
Klar, der Monte-Carlo-Algorithmus (als Beispiel) ist gut bekannt. Einen
Beweis sehe ich aber nicht, höchstens einen Test (wie Du im ersten Satz ja
schreibst). Man stellt die Hypothese auf, der Wert sei ein Ausreißer und
testet die Wahrscheinlichkeit, mit der diese Aussage stimmt.

Genau so ist es. Ich habe aber nicht vorgehabt, ein Programm zu schreiben, das H0 und H1 Hypothesen testet, sondern ich mache das sozusagen einfach heimlich.
Wer das möchte, soll sich Spss herunterladen o.ä. und sich da rein arbeiten. Der Sinn von Smaff, nämlich allgemein verwert- und vergleichbare Daten zu liefern und zur Verfügung zu stellen, wird dadurch nicht Frage gestellt.
So bin ich auch der Meinung, das z.B. "95% Wahrscheinlichkeit" einfacher für den Laien verständlich ist, wie "Irrtumswahrscheinlichkeit von alpha=0,05"
Es kommt halt darauf an, welche Hypothese ich annehme...

Mich
interessieren die Mittelwerte der Sporenmessungen mehr als die Grenzen,
weshalb ich eher einen t-Test anwende, wenn ich viele Individuen einer Art
ausgemessen habe. Aber das würde jetzt zu weit führen, denke ich.

nein, kommt auf dem Tab "Stichprobenvergleich" und F-Verteilungswerte für z.B. den notwendigen Varianztest kann ich schon ausrechnen.

Gut, das verstehe ich jetzt nicht ganz. Ich glaube nicht, dass irgendwer
deine mathematischen oder programmiertechnischen Fähigkeiten angezweifelt
hat. Niemand, auch ich nicht, möchte die Leistung, das Programm zu
entwickeln, schmälern. Ich frage einfach der Neugierde halber nach, kann
das aber auch sein lassen, wenn es Dich nervt.

Ist egal und hat hier auch den Bezug verloren..

Aussagen der Art, wenn es keine Normalverteilung wäre, dann wäre man wieder
bei min-max-Angaben stimmen halt schlicht und ergreifend nicht. Deshalb
verstehe ich den Zweck einer solchen Aussage nur nicht. Durch eine falsche
Aussage kann man doch keine These untermauern?!

Ich gebe dir jetzt einfach recht, weil dein Standpunkt ein anderer ist und was ich damit ausdrücken wollte, der Rückschritt wäre.

Kein Problem. Ich habe ca. 3500 Sporen vermessen, aber eben pro Kollektion
ca. 60. Ich denke, wir haben hier einen unterschiedlichen Ansatz. Ich
wollte, da ich die Kremplinge revidiert habe, wissen, in welchem Bereich
die Sporenmaße (Mittelwerte) der Art Paxillus involutus s.str. (als
Beispiel) schwanken. Hintergrund: Misst man die Sporen eines
Kremplingsfruchtkörpers, so ist dies ja nur ein Stichprobentest, der
prüfen soll, ob der Fruchtkörper Paxillus involutus zugeordnet werden kann
oder nicht. Das ist ja letzten Endes das, worum es geht... Ist es Art a, b
oder c oder kann man die Arten anhand der Sporenmaße nicht trennen (was
der Fall wäre, wenn z.B. die Mittelwerte beider Arten überlappen).

In die Mathematik arbeite ich mich gerade ein. Der Vortest (Varianztest) funzt schon.

Dafür muss man von einer Art aber viele Kollektionen durchmessen. Und erst
dann bringt es etwas, die Messwerte einer neuen Kolletkion damit zu
vergleichen.

Das ist gut möglich. Einen Hinweis darauf wird Smaff demnächst schnell bringen können.

Insofern finde ich einen Test auf richtige Zuordnung zu einer Art ein
lohnenswertes, wenn auch arbeitsintensives Fernziel. Ohne Grundlagedaten
kann man ja die eigene Sporenmessung mit nichts vergleichen. Hat man nur
min-max-Angaben, die ja stark von der Zahl der gemessenen Sporen abhängt,
kann man mit einer Standardabweichung eigener Messwerte wenig anfangen, da
man Äpfel mit Birnen vergleicht. Bei vielen Arten fehlt einfach die
Datengrundlage.

Ääääähhh?, was macht denn Smaff anderes, als eine korrekte Datengrundlage zu schaffen?
Und wenn alle ihre Datentabellen verwahren, wovon ich ausgehe, kann man in Zukunft in Sekunden mit Smaff Vergleiche und Auswertungen erstellen. Und auch Messprotokolle von anderen anfragen und mit benutzen.

Dein Programm möchte aber von einer einzigen Messung z.B. die
Standardabweichung bestimmen, was mit einer Pilzbestimmung ja erstmal gar
nichts zu tun hat. Also eine andere Intention.

Jetzt kann ich dir nicht mehr folgen... Smaff erzeugt nichts aus einer einzigen Messung, sondern wertet Stichproben erst ab mindestens 5 Messungen aus.

Fasst man aber z.B. alle Messungen zu einer Art zusammen (z.B. 50
Kollektionen a 60 Sporen), so erhält man eine Verteilung und kann auch
hier Intervalle definieren. Vergleicht man dann eine 51. Kollektion, kann
man testen, ob es die selbe Art sein kann...

ANOVA.... ist mir klar. Samff kann dafür sorgen, dass qualifizierte datensätze vorliegen.

Ja, das ist schwierig. Deshalb würde ich hier eben mit einer Verteilung, die
eine Addition einzelner Verteilungen wäre, arbeiten, auch wenn das
statistisch schwieriger ist.

Wo bekommst du denn die einzelnen Verteilungen her?

Werde ich mir anschauen
Probleme habe ich im Übrigen bei Volumenangaben mit der Messgenauigkeit. Z.B.
wie schon hier im Thread angedeutet - Volumenangaben bei Entoloma-Sporen.
Wie soll das gehen? Oder bei Sporen, die zwei verschiedene Dicken haben
(Panaeolus, manche Tintlinge). Hier kann man dann wohl nur mit den
Sporenlängen sauber arbeiten und muss die Breiten am Bildschirm
interpretieren, da man schätzen muss, ob man nun die kleinere oder größere
Breite hat und nie alle drei zu einer Spore zusammenbekommt.
Deshalb arbeitete ich bislang v.a. mit Sporenlängen (prozentuale
Messgenauigkeit ist höher als bei der Breite) und habe die Volumina nur
als Zusatz mitgenommen. Bei Röhrlingen, mit denen ich am meisten
gearbeitet habe, ist bereits die Sporenform problematisch, um das Volumen
zu bestimmen (eben auch nicht rotationssysmmetrisch).

Du kannst in Smaff die Tests auch nur für Länge oder Breite o.ä. machen. Der am häufigsten dargestellte erste Tab von Smaff zeigt keinesfalls die Möglichkeiten, wenn man weiter einsteigen will.

Nur so ein paar Gedanken...

Nur so ein paar Antworten...

LG, Jens

Ääääähhh?, was macht denn Smaff anderes, als eine korrekte Datengrundlage zu
schaffen?

Nur kurz dazu, da das Thema hier anscheinend schon durch ist... Da hast Du mich missverstanden. Die Datengrundlage erhält man durch den Fleiß, viele Messungen vorzunehmen. Das schafft die Datengrundlage. Smaff hilft, die Daten auszuwerten. Und das ist ja auch gut! Wenn jeder seine Daten entsprechend auswertet, dann erhält man auch mehr Grundlagen (z.B. die Mittelwerte meherer Messungen usw.). Misst man aber einmal die Sporen eines unbekannten Pilzes und wertet dann die Daten mit Smaff aus, kommt man der Bestimmung (noch) nicht unbedingt näher, da hierfür die Grundlageninfos der in Frage kommenden Arten noch nicht hat. das ist aber kein Argument gegen Smaff. Dennoch schafft letzten Endes nur der Fleiß die Datengrundlage. Smaff wertet die dann aus.

Jetzt kann ich dir nicht mehr folgen... Smaff erzeugt nichts aus einer
einzigen Messung, sondern wertet Stichproben erst ab mindestens 5
Messungen aus.

Reines sprachliches Missverständnis. Ich meine eine "Messung" der Sporenmaße anhand einer Stichprobe. Also z.B. durch das vermessen von dreißig Einzelsopren. Da habe ich mich vermutlich schlampig ausgedrückt.

ANOVA.... ist mir klar. Samff kann dafür sorgen, dass qualifizierte
datensätze vorliegen.

Äh, nein, aber es kann helfen, mehr Leute zu animieren, Daten zu sammeln. Die Daten sind die Aufzeichnungen auf dem Papier oder die Messungen in einer Exceltabelle oder was auch immer. Smaff wertet dann aus. Da die Auswertung super klappt, kann Smaff hoffentlich dazu animieren, mehr zu messen, also mab es sonst täte. Dann wiederum würde es sicher stimmen und das Tool würde dafür sorgen, qualifizierte Datensätze zu bekommen. Vermutlich geht es hier aber auch wieder nur um reine Semantik und wir sind ohnehin der gleichen Meinung.

Da Du Dich vermutlich - so meine ich es rauszulesen - von mir negativ bedrängt fühlst (andernorts hast Du die Befürchtung geäußert, man würde Dir einen Strick draus drehen, wenn Du nicht genau formulierst), schlage ich vor, die Diskussion einfach zu beenden.

Ich bin bei solchen Themen halt immer sehr neugierig und möchte die Grundlagen, auf denen solche Tools basieren, erkennen. Ich verwende ungern "black-boxes" und habe daher z.B. auch Korrespondenzanalysen selber per Hand und mithilfe von Matrizen durchgerechnet, bevor ich einschlägige Software verwendet habe. Hier wollte ich auch nur durch kritisches Nachhaken schauen, worauf die Tests beruhen. Und da ich von haus aus ein Skeptiker bin, gehe ich ersteinmal davon aus, dass man keine Normalverteilung hat, bis das Gegenteil sehr plausibel erscheint. Das ist eigentlich alles...

Liebe Grüße
Christoph

Hallo Christoph,

Nur kurz dazu, da das Thema hier anscheinend schon durch ist... Da hast Du
mich missverstanden. Die Datengrundlage erhält man durch den Fleiß, viele
Messungen vorzunehmen. Das schafft die Datengrundlage. Smaff hilft, die
Daten auszuwerten. Und das ist ja auch gut! Wenn jeder seine Daten
entsprechend auswertet, dann erhält man auch mehr Grundlagen (z.B. die
Mittelwerte meherer Messungen usw.).

Auch hier gibt es 2 Interpretationen.

1. Die Datengrundlage der Messwerte (Stichprobe(n))

2 Die Datengrundlage für weitere Tests und Möglichkeiten, also z.B. die Varianzen und Mittelwerte. Das meinte ich oben mit Datengrundlage. Nur mit den Mittelwerten aus Stichproben, die normalverteilt und ausreißerfrei sind, kann man die Tests machen, die uns erlauben, Stichproben z.B. zusammenzuführen oder zu trennen. Jedenfalls bei der Normalverteilungsstatistik.

Misst man aber einmal die Sporen
eines unbekannten Pilzes und wertet dann die Daten mit Smaff aus, kommt
man der Bestimmung (noch) nicht unbedingt näher, da hierfür die
Grundlageninfos der in Frage kommenden Arten noch nicht hat.

Du meinst jetzt Sporenmaße, ja?
Na dann, funga Nordica und so weiter halten doch schon die Daten in statistisch
ermittelter Art vor. Es dient kann also auch nur eine Stichprobe der Bestimmung.
Aber auch in FN z.B. weiß man nicht, wie die Messergebnisse entstanden sind. Darum hast du auch ein wenig recht, denn Messergebnisse, die streng an die messbegleitenden faktoren gekoppelt sind, gab es so noch nicht.
Bei Ascos sieht es mit vorhanden Literaturdaten wohl schlechter aus.

das ist aber
kein Argument gegen Smaff. Dennoch schafft letzten Endes nur der Fleiß die
Datengrundlage. Smaff wertet die dann aus.

Das ist jawohl selbstverständlich, wenngleich der Fleiß, 30 Sporen zu messen und das so, wie ich es empfehle, zu eigenen Ergebnissen führen kann, die nicht in der Schublade vergammeln müssen, wenn sie sich als diskussionswürdig herausstellen, weil man tatsächlich über sie diskutieren kann.

Reines sprachliches Missverständnis. Ich meine eine "Messung" der
Sporenmaße anhand einer Stichprobe. Also z.B. durch das vermessen von
dreißig Einzelsopren. Da habe ich mich vermutlich schlampig ausgedrückt.
Äh, nein, aber es kann helfen, mehr Leute zu animieren, Daten zu sammeln. Die
Daten sind die Aufzeichnungen auf dem Papier oder die Messungen in einer
Exceltabelle oder was auch immer. Smaff wertet dann aus. Da die Auswertung
super klappt, kann Smaff hoffentlich dazu animieren, mehr zu messen, also
mab es sonst täte. Dann wiederum würde es sicher stimmen und das Tool
würde dafür sorgen, qualifizierte Datensätze zu bekommen. Vermutlich geht
es hier aber auch wieder nur um reine Semantik und wir sind ohnehin der
gleichen Meinung.
Da Du Dich vermutlich - so meine ich es rauszulesen - von mir negativ
bedrängt fühlst (andernorts hast Du die Befürchtung geäußert, man würde
Dir einen Strick draus drehen, wenn Du nicht genau formulierst), schlage
ich vor, die Diskussion einfach zu beenden.

Ja, du kannst ganz schon kitzeln ;-) , aber so schlimm ist es auch wieder nicht, zumal es dir ja nicht anders ergeht.

Ich bin bei solchen Themen halt immer sehr neugierig und möchte die
Grundlagen, auf denen solche Tools basieren, erkennen. Ich verwende ungern
"black-boxes" und habe daher z.B. auch Korrespondenzanalysen
selber per Hand und mithilfe von Matrizen durchgerechnet, bevor ich
einschlägige Software verwendet habe. Hier wollte ich auch nur durch
kritisches Nachhaken schauen, worauf die Tests beruhen. Und da ich von
haus aus ein Skeptiker bin, gehe ich ersteinmal davon aus, dass man keine
Normalverteilung hat, bis das Gegenteil sehr plausibel erscheint. Das ist
eigentlich alles...

Ich bin mit meiner Programm-Dokumentation noch nicht fertig. Merke aber, daß es Sinn machen könnte, doch hier und da auf Details der, der Programmierung zu Grunde liegenden Formeln und/oder Besonderheiten (vielleicht auch durch Links auf einschlägige Seiten) hinzuweisen.
So rechne ich die Populationsgrenzen z.B. grundsätzlich mit dem passenden t-wert aus und nicht mit irgend etwas gerundetem oder angenäherten.Ok, die t-Werte sind auch über Approximationen errechnet, aber die sind irgendwas von 10E-9 nach dem Komma genau. Darauf lasse ich mich jetzt aber nicht festnageln.

Aber wenn du da gezielte Fragen hast, gehören die programmnah auf das Forum von Harry.

LG, Jens

Hallo Jens

Das Programm arbeitet toll! Ich habe 18 ältere Tabellen mit insgesamt
301 Sporenmessungen Messungen aus 7 Kollektionen einer noch unbestimmten
Entoloma berechnen lassen. In kaum einer Sekunde war das Ergebnis da.

LG Karl

[image]

Hallo Karl, hallo Jens,

eine Frage aus Neugierde... Wie wurden die Sporenvolumina der Entoloma-Sporen berechnet? Ich gehe davon aus, dass es das Programm gemacht hat.

Das Problem: Entolomasporen sind eckig und keine Rotationsellipsoide. Insofern kann man nur anhand der Länge und der Breite die Volumina gar nicht sauber ausrechnen... Die Verteilung zeigt dennoch, dass an der oberen Grenze die Messwerte nach oben (bis 400 µm^3) "ausfransen". Sind hier die sogenannten Ausreißer bereits eliminiert worden oder ist die Darstellung die "ungeschminkte Wahrheit"?

Ich weiß, es ist ein bisserl dämlich, nachzufragen, wenn ich das Programm noch nicht verwendet habe. Ich bin aber neugierig und zudem bezüglich der Volumina-Berechnung recht skeptisch.

Ich würde mich "wohler" fühlen, wenn die Messgenauigkeit abschätzbar wäre und dies in die Genauigkeit der Ergebnisse mit eingehen würde (also statt mit Punktwerten müsste man mit Intervallen arbeiten - ist zwar aufwendig, aber mathematisch gesehen genauer).

Ich würde von einer Messgenauigkeit der Länge und der Breita von je 0,5 µm ausgehen.

Ich habe das Gefühl, dass die Messwerte auf 0,1 µm genau angegeben werden (was deutlich jenseits der Auflösungsgrenze des Lichtmikroskops liegt) - z.B. durch Messprogramme am Bildschirm. Die Sporenwände werden immer unscharf abgebildet (z.B. Beugung am Sporenrand, Brechung beim Übergang Wasser-Sporenwand-Wasser). Das suggeriert eine zu hohe Genauigkeit...

Wie gesagt - nur aus Neugierde gefragt.

LG
Christoph

Hallo Jens
Das Programm arbeitet toll! Ich habe 18 ältere Tabellen mit insgesamt
301 Sporenmessungen Messungen aus 7 Kollektionen einer noch unbestimmten
Entoloma berechnen lassen. In kaum einer Sekunde war das Ergebnis da.
LG Karl

Hallo Karl, hallo Jens,
eine Frage aus Neugierde... Wie wurden die Sporenvolumina der Entoloma-Sporen
berechnet? Ich gehe davon aus, dass es das Programm gemacht hat.

Ja, Ellipsoid-Volumen-Formel. Es geht auch gar nicht so sehr um die exakte Berechnung des Volumens, sondern um eine einigermaßen sinnvolle Formel, die Länge und Breite vereint. Ich habe die (in der Literatur (weiß nicht mehr wo) als kritische betrachtete) Flächenrechteckformel auch mal mit aufgenommen, da es sein könnte, dass das Volumen durch eine Überbewertung der Breite und dadurch stark erhöhte Standardabweichungen nicht geeignet ist, t-Tests sinnvoll zu realisieren. Eigentlich findet hier ja nichts anders statt, als eine Transformation und da da immer die gleiche Formel angewandt wird, kommt es auch nicht unbedingt auf das mathematisch korrekte Volumen an, sondern nur auf gleich berechnete Werte.
Aber diese Sachlage hätte ja eigentlich seit dem Erscheinen der allgemein verbreiten PdS schon irgendwo diskutiert werden können.

Das Problem: Entolomasporen sind eckig und keine Rotationsellipsoide.
Insofern kann man nur anhand der Länge und der Breite die Volumina gar
nicht sauber ausrechnen... Die Verteilung zeigt dennoch, dass an der
oberen Grenze die Messwerte nach oben (bis 400 µm^3)
"ausfransen". Sind hier die sogenannten Ausreißer bereits
eliminiert worden oder ist die Darstellung die "ungeschminkte
Wahrheit"?

Muß Karl beantworten. In meiner TODO-Liste steht drin, das ich alle rausgeworfene Ausreißer auch getrennt noch erfasse und diese dann im Messprotokoll auch mit aufführe, wie muß ich mir noch überlegen.

Ich weiß, es ist ein bisserl dämlich, nachzufragen, wenn ich das Programm
noch nicht verwendet habe. Ich bin aber neugierig und zudem bezüglich der
Volumina-Berechnung recht skeptisch.

s.O.

Ich würde mich "wohler" fühlen, wenn die Messgenauigkeit
abschätzbar wäre und dies in die Genauigkeit der Ergebnisse mit eingehen
würde (also statt mit Punktwerten müsste man mit Intervallen arbeiten -
ist zwar aufwendig, aber mathematisch gesehen genauer).

Erklär mal bitte genauer, wie du das mit den Intervallen meinst.

Ich würde von einer Messgenauigkeit der Länge und der Breita von je 0,5 µm
ausgehen.
Ich habe das Gefühl, dass die Messwerte auf 0,1 µm genau angegeben werden
(was deutlich jenseits der Auflösungsgrenze des Lichtmikroskops liegt) -
z.B. durch Messprogramme am Bildschirm. Die Sporenwände werden immer
unscharf abgebildet (z.B. Beugung am Sporenrand, Brechung beim Übergang
Wasser-Sporenwand-Wasser). Das suggeriert eine zu hohe Genauigkeit...

Natürlich können wir die Mittelwerte so angeben, da es ja Mittelwerte sind.
Einzelwerte (z.B. Extremwerte) sollten so genau wie möglich, je nach Verfahren, angegeben werden.

LG, Jens

Ja, Ellipsoid-Volumen-Formel. Es geht auch gar nicht so sehr um die exakte
Berechnung des Volumens, sondern um eine einigermaßen sinnvolle Formel,
die Länge und Breite vereint.

O.k., nur wird so die Sporenbreite übergewichtet, da sie im Quadrat eingeht, aber hier der Messfehler (prozentual) am höchsten ist.

Aber diese Sachlage hätte ja eigentlich seit dem Erscheinen der allgemein
verbreiten PdS schon irgendwo diskutiert werden können.

Wurde sie sicherlich - nur halt nicht in Foren. Ich z.B. war ja schon froh, dass PDS Mittelwerte angeben, was über die damals üblichen Angaben von Sporenmesswerten hinaus ging.

Muß Karl beantworten. In meiner TODO-Liste steht drin, das ich alle
rausgeworfene Ausreißer auch getrennt noch erfasse und diese dann im
Messprotokoll auch mit aufführe, wie muß ich mir noch überlegen.

okidoki

Erklär mal bitte genauer, wie du das mit den Intervallen meinst.

Ganz einfach... Es wird eine Sporen mit 7,0 x 3,5 µm gemessen. Bei einer Messungenauigkeit von 0,5 µm kann die Sporen aber auch "real" 6,5 x 4 µm oder 7,5 X 4 µm oder 7,5 x 3 µm oder 6,5 x 3 µm (als Extreme) groß sein. Berechnet man hier die Volumina, wird man ein Intervall erhalten. Das ist jetzt natürlich nach Hausmannsart abgeschätzt.

Nimmt man nun als Volumenberechnung eine Formel der Art

V = c * L * B^2 (c ist eine Konstante - für ein Rotationsellipsoid ist das Pi * 4/3)

so kann man ein Vmin und ein Vmax angeben. Man wird sehen, dass hier die Breite zuschlägt, da es ein Unterschied ist, ob man 3^2 = 9 oder 4^2 = 16 als Multiplikator verwendet. Die Fehlerbreite des Volumens ist dementsprechend.

Hier konkret:

Vmin = 46 µm^3
Vmax = 71 µm^3

Du hast also keinen Wert für das Sporenvolumen der Einzelmessung, sondern einen Bereich, innerhalb dessen das wahre Volumen liegt. Nicht mehr, aber auch nicht weniger...

Eigentlich hat man nur eine "gültige Ziffer"... V liegt also irgendwo zwischen 50 µm und 70 µm. Prozentual ist der Fehler also riesig, was eben an der Breite zum Quadrat liegt.

Deshalb würde ich bei Aussagen zu Volumina immer eine asureichend große Sporenmenge vermessen (mindestens 30 besser 60 pro Kollektion), um zumindest in Bezug auf den Mittelwert eine halbwegs genaue Aussage zu treffen. Standardabweichung kann man natürlich berechnen, aber wie sinnvoll ist das bei zu weningen Messwerten? Natürlich erhält man eine Verteilung, aber die muss nicht der Verteilung der realen Sporengrößen entsprechen, sondern ist halt zu recht hohem Prozentsatz geraten.

Unter 1/3 µm Messgenauigkeit (bei Blaulicht, Köhlern usw.) kommt man übrigens auch mit teurer Optik nicht. Und da ist das Abschätzen schwierig, da wir glauben, ein gutes Gefühl zu haben, ob ein Sporenende z.B. genau zwischen zwei Messtrichen oder auf einem Strich liegt. Ich würde mir daher Aussagen wie zehneindrittel nicht zutrauen.

Messprogramme am Bldschirm machen es auch nicht besser, da man willkürlich an dem unscharfen Bild einer Sporenwand (genauer an einem Beugungsring) einen Startpunkt und einen Endpunkt wählt. Man kann da zwar glauben, recht genau zu sein und reproduzierbar zu messen, man sieht aber eben nicht das wahre Ende der Spore. Nimmt man das Ende des Beugungsringes, das in der Bildschirmdarstellung z.B. wegen Kontrastverstärkung scharf erscheint, hat man halt geraten und rät bei dem einen Bild immer gleich. Wie groß die Spore aber wirklich ist, kann man so nicht (exakt) bestimmen.

Ich beobachte aber immer wieder, dass Sporenmesswerte auf 0,1 µm genau angegeben werden (bezüglich Einzelmessungen), was eine zu hohe Messgenauigkeit suggeriert (man sieht eben nicht die Sporen an sich, sondern nur die Beugungsringe).

Natürlich können wir die Mittelwerte so angeben, da es ja Mittelwerte sind.
Einzelwerte (z.B. Extremwerte) sollten so genau wie möglich, je nach
Verfahren, angegeben werden.

Natürlich werden Mittelwerte genauer. Wenn man genügend Sporen misst, dann kann er auf 0,1 µm genau angegeben werden. Wobei man hier auch gut testen kann - einfach nochmal von der selben Lamelle / selben Abwurf nochmal Sporen messen und die Mittelwerte vergleichen... Aber prinzipiell ja. Nimmt man genügend Stichproben und dort genügend Einzelmessungen pro Stichprobe, wird der Mittelwert immer genauer.
Bei Einzelwerten geht das aber nicht! So genau wie möglich sollten sie angegeben werden? Klar! Dann aber bitte nicht auf 0,1 µm genau, denn das wäre nur unseriös. Niemand kann per Lichtmikroskop feststellen, ob eine besonders lange Spore nun 13,2 oder 13,3 µm lang ist. Das ist einfach nur Physik... Die Entscheidung wäre, ob man dann 13 oder 13,5 µm angibt. Genauer geht's halt nicht.

LG
Christoph

O.k., nur wird so die Sporenbreite übergewichtet, da sie im Quadrat eingeht,
aber hier der Messfehler (prozentual) am höchsten ist.
Wurde sie sicherlich - nur halt nicht in Foren. Ich z.B. war ja schon froh,
dass PDS Mittelwerte angeben, was über die damals üblichen Angaben von
Sporenmesswerten hinaus ging.
okidoki
Ganz einfach... Es wird eine Sporen mit 7,0 x 3,5 µm gemessen. Bei einer
Messungenauigkeit von 0,5 µm kann die Sporen aber auch "real"
6,5 x 4 µm oder 7,5 X 4 µm oder 7,5 x 3 µm oder 6,5 x 3 µm (als Extreme)
groß sein. Berechnet man hier die Volumina, wird man ein Intervall
erhalten. Das ist jetzt natürlich nach Hausmannsart abgeschätzt.
Nimmt man nun als Volumenberechnung eine Formel der Art
V = c * L * B^2 (c ist eine Konstante - für ein Rotationsellipsoid ist das Pi
* 4/3)
so kann man ein Vmin und ein Vmax angeben. Man wird sehen, dass hier die
Breite zuschlägt, da es ein Unterschied ist, ob man 3^2 = 9 oder 4^2 = 16
als Multiplikator verwendet. Die Fehlerbreite des Volumens ist
dementsprechend.
Hier konkret: Vmin = 46 µm^3
Vmax = 71 µm^3
Du hast also keinen Wert für das Sporenvolumen der Einzelmessung, sondern
einen Bereich, innerhalb dessen das wahre Volumen liegt. Nicht mehr, aber
auch nicht weniger...
Eigentlich hat man nur eine "gültige Ziffer"... V liegt also
irgendwo zwischen 50 µm und 70 µm. Prozentual ist der Fehler also riesig,
was eben an der Breite zum Quadrat liegt.

da ist aber das positive, dass dieser Fehler sich ausgleicht über die Summe der Einzelwerte.

Deshalb würde ich bei Aussagen zu Volumina immer eine asureichend große
Sporenmenge vermessen (mindestens 30 besser 60 pro Kollektion), um
zumindest in Bezug auf den Mittelwert eine halbwegs genaue Aussage zu
treffen. Standardabweichung kann man natürlich berechnen, aber wie
sinnvoll ist das bei zu weningen Messwerten? Natürlich erhält man eine
Verteilung, aber die muss nicht der Verteilung der realen Sporengrößen
entsprechen, sondern ist halt zu recht hohem Prozentsatz geraten.

Ja, bei 95% mit 5%.

Unter 1/3 µm Messgenauigkeit (bei Blaulicht, Köhlern usw.) kommt man übrigens
auch mit teurer Optik nicht. Und da ist das Abschätzen schwierig, da wir
glauben, ein gutes Gefühl zu haben, ob ein Sporenende z.B. genau zwischen
zwei Messtrichen oder auf einem Strich liegt. Ich würde mir daher Aussagen
wie zehneindrittel nicht zutrauen.

Darüber wurde schon im Fungiworldforum genügend diskutiert.

Messprogramme am Bldschirm machen es auch nicht besser, da man willkürlich an
dem unscharfen Bild einer Sporenwand (genauer an einem Beugungsring) einen
Startpunkt und einen Endpunkt wählt. Man kann da zwar glauben, recht genau
zu sein und reproduzierbar zu messen, man sieht aber eben nicht das wahre
Ende der Spore. Nimmt man das Ende des Beugungsringes, das in der
Bildschirmdarstellung z.B. wegen Kontrastverstärkung scharf erscheint, hat
man halt geraten und rät bei dem einen Bild immer gleich. Wie groß die
Spore aber wirklich ist, kann man so nicht (exakt) bestimmen.
Ich beobachte aber immer wieder, dass Sporenmesswerte auf 0,1 µm genau
angegeben werden (bezüglich Einzelmessungen), was eine zu hohe
Messgenauigkeit suggeriert (man sieht eben nicht die Sporen an sich,
sondern nur die Beugungsringe).

Bei einer Spore hast du recht, bei 30 gleicht sich das aus.

Natürlich werden Mittelwerte genauer. Wenn man genügend Sporen misst, dann
kann er auf 0,1 µm genau angegeben werden. Wobei man hier auch gut testen
kann - einfach nochmal von der selben Lamelle / selben Abwurf nochmal
Sporen messen und die Mittelwerte vergleichen... Aber prinzipiell ja.
Nimmt man genügend Stichproben und dort genügend Einzelmessungen pro
Stichprobe, wird der Mittelwert immer genauer.
Bei Einzelwerten geht das aber nicht! So genau wie möglich sollten sie
angegeben werden? Klar! Dann aber bitte nicht auf 0,1 µm genau, denn das
wäre nur unseriös. Niemand kann per Lichtmikroskop feststellen, ob eine
besonders lange Spore nun 13,2 oder 13,3 µm lang ist. Das ist einfach nur
Physik... Die Entscheidung wäre, ob man dann 13 oder 13,5 µm angibt.
Genauer geht's halt nicht.

Also das Lichtmikroskop erlaubt anscheinend Angaben bis zu einer Genauigkeit von 0,2µm (ohne die extra kurze kurzen Wellenlängen)
Das spielt aber gar keine so große Rolle, wie, dass der Messfehler sich ja über die Anzahl der Messungen ausgleicht. Deshalb sollte man erst am Endergebnis runden und nicht bei den Einzelwerten. Jede Messung ist nur eine Schätzung. Wenn ich am Bildschirm schätze, schätze ich eben ein wenig genauer.
So oder so, im Vorfeld (beim Messen) schon zu runden, erzeugt einen künstlichen zusätzlichen Fehler.

LG, Jens

Darüber wurde schon im Fungiworldforum genügend diskutiert.

Mag sein, keine Ahnung. Ich bin aus zeitlichen Gründen in letzter Zeit nur im eigenen, bayerischen Forum aktiv und lese hier ab und an mal mit. Wir müssen das aber nicht diskutieren... klar.

Bei einer Spore hast du recht, bei 30 gleicht sich das aus.

Abhängig von der Varianz, aber im Prinzip: ja. Darum geht es ja gerade.

Also das Lichtmikroskop erlaubt anscheinend Angaben bis zu einer Genauigkeit
von 0,2µm (ohne die extra kurze kurzen Wellenlängen)

Nicht unsere Geräte. Es gibt gewisse Tricks, aber die Wellenlänge von sichtbarem Licht begrenzt eben die Auflösung. Da kann man nichts machen.

Das spielt aber gar keine so große Rolle, wie, dass der Messfehler sich ja
über die Anzahl der Messungen ausgleicht.

Ja, aber das bezieht sich auf die Mittelwerte.

Deshalb sollte man erst am
Endergebnis runden und nicht bei den Einzelwerten.

Das ist schon klar. Man braucht aber auch nicht auf 0,1 µm genau zu messen, weil das völlig sinnlos ist. das wäre aber auch eine andere Diskussion.

Jede Messung ist nur
eine Schätzung. Wenn ich am Bildschirm schätze, schätze ich eben ein wenig
genauer.

Sorry, aber das ist eine Illusion. Aber auch das muss hier nicht ausdiskutiert werden. Jeder macht es so, wie er möchte. Wenn man genügend Zeit hat, alle Sporen vermeintlich auf 0,1 µm genau auszumessen, kann das gerne tun. Ich kenne viele, die das machen. Es ist aber physikalisch gesehen Unsinn.

So oder so, im Vorfeld (beim Messen) schon zu runden, erzeugt einen
künstlichen zusätzlichen Fehler.

Wenn man zu grob rundet, sicherlich. Aber wie gesagt, das Thema ist sicherlich in diversen Foren schon zigmal diskutiert worden.

LG
Christoph

Hallo Christoph,

Mag sein, keine Ahnung. Ich bin aus zeitlichen Gründen in letzter Zeit nur im
eigenen, bayerischen Forum aktiv und lese hier ab und an mal mit. Wir
müssen das aber nicht diskutieren... klar.
Abhängig von der Varianz, aber im Prinzip: ja. Darum geht es ja gerade.

Mir auch.

Nicht unsere Geräte. Es gibt gewisse Tricks, aber die Wellenlänge von
sichtbarem Licht begrenzt eben die Auflösung. Da kann man nichts machen.

Ja, die Abbe'schen Gesetze haben schon ihre Berechtigung.

Das ist schon klar. Man braucht aber auch nicht auf 0,1 µm genau zu messen,
weil das völlig sinnlos ist. das wäre aber auch eine andere Diskussion.
Sorry, aber das ist eine Illusion. Aber auch das muss hier nicht
ausdiskutiert werden. Jeder macht es so, wie er möchte. Wenn man genügend
Zeit hat, alle Sporen vermeintlich auf 0,1 µm genau auszumessen, kann das
gerne tun. Ich kenne viele, die das machen. Es ist aber physikalisch
gesehen Unsinn.

Darum geht es gar nicht. Wenn ich mit einem Prog messe, dann nehme ich den Punkt des Farbverlaufes am Sporenrand, den ich für die Sporenwandgrenze halte.
Durch die optische Begrenzung durch die Wellenlänge erhalte ich ein verschwommenes Abbild der wahren Sporenwand, kann mich aber bemühen, da immer die gleiche Schätzung vorzunehmen. Und dann ist es auch egal, ob ich auf sogar 2 Stellen nach dem Komma schätze. Das der wahre Fehler irgendwo (wegen ca. Lambda/2) zwischen 0,2 (violett) bis 0,5 µm (rot) liegt, spielt erst wieder eine Rolle, wenn ich die Mittelwerte vergleiche und andere da eine andere Grenze im "verschwommenen" Rand annehmen. Dann könnten sich die Mittelwerte, sofern der andere Messer es extrem anders betreibt, bei der gleichen Grundgesamtheit um bis zu (ich nehm jetzt mal nicht die längsten Wellen) 0,4µm unterscheiden. Auch welches Pixel ich am Bildschirm nehme, also die wahre Auflösung des Monitors und des Fotos selber, könnte noch eine Rolle spoelen, die sich aber auch über die große Anzahl der Messwerte ausgleicht.

Ich glaube, einen völlig unterschätzten Einfluß haben die messbegleitenden Umstände, da die sich als systematischer Fehler nicht mehr ausgleichen können.

Wenn man zu grob rundet, sicherlich. Aber wie gesagt, das Thema ist
sicherlich in diversen Foren schon zigmal diskutiert worden.

Wo fängt bei dir grob an? Wenn ich nur eine Spannweite von z.B. 1,5 µm in der Länge von der größten zur kleinsten Spore habe und ich runde auf 0,5 runde ich zu einer von 3 möglichen Werten. Da wird eine Häufung bei diesen Werten schon optisch schlecht aussehen.
Ich werde mal ein Beispiel ausprobieren. Ich glaube auch, dass die Tests dann keine Normalverteilung mehr feststellen werden, weil die Werte nicht echt verteilt sind.

LG
Christoph

LG, Jens

dann nehme ich den Punkt des Farbverlaufes am Sporenrand, den ich für die Sporenwandgrenze halte.

Hallo Jens,

und eben das ist der systematische Fehler, der bei allen Sporen in einem Präparat gleich auftritt (aber von Mikroskop zu Mikroskop und Messbedingung ... verschieden) und den Du daher auch mit Statistik nicht wegbekommst.

Christoph hat recht. Unter 0,25 my kommt man mit unseren Methoden nicht.

Grüße,

Wolfgang

Hallo Christoph

Es ging mir zunächst nur darum zu sehen, wie zuverlässig das Programm mit
größeren Datenmengen arbeitet und das funktioniert ausgezeichnet. Ich habe die
gegenüber der Vorgängerversion neuen statistischen Funktionen für die gezeigte
Darstellung noch nicht verwendet. Es sind also keine Ausreisser eliminiert. Mit
den Funktionen muss ich mich noch etwas einarbeiten.

Was die echten Sporenvolumina angeht, hast Du natürlich nicht unrecht.
Bei "linsenförmigen" Sporen (z.B. bei etlichen Tintlinge) würde ja ein
noch größeres Problem auftreten.

Je nach Art der Sporen und Verwendungszweck der Daten würde ich das
Sporenvolumen einfach nicht mit benutzen.

LG Karl

Hallo allerseits,

meiner Meinung nach wird mit der "Volumen"berechnung von Sporen nicht beabsichtigt, wirklich das Volumen anzugeben, sondern nur eine Maßzahl zu finden, die bei verwandten Arten mit ähnlich großen Sporen die Unterschiede etwas deutlicher werden lässt als nur die Länge und die Breite. Es ist daher völlig belanglos, ob die Sporenform einem Rotationsellipsoid nahekommt oder nicht. Im Grunde könnte man auch das Produkt aus Länge und Breite oder deren Quadratsumme angeben oder meinetwegen auch die Wurzel aus der Summe der 3. Potenzen oder noch andere +/- absurde Algorithmen. Das wäre genau so richtig oder falsch wie das Volumen, aber unter dem Volumen kann man sich wenigstens etwas vorstellen, was aber wiederum dazu führt, dass alle möglichen Bedenken angeführt werden.

Gruß - Schnuffel

Hallo Schnuffel...

Hallo allerseits,
meiner Meinung nach wird mit der "Volumen"berechnung von Sporen
nicht beabsichtigt, wirklich das Volumen anzugeben, sondern nur eine
Maßzahl zu finden, die bei verwandten Arten mit ähnlich großen Sporen die
Unterschiede etwas deutlicher werden lässt als nur die Länge und die
Breite.

O.k. Aber das geht auch mit dem Quotienten Länge zu Breite. Beim Volumen hast Du halt einen größeren Fehler, weil die Breite (die prozentual den größten Messfehler beinhaltet quadratisch eingeht. Insofern wäre dieser "Index" ziemlich ungünstig.

Ich finde die Volumina dennoch interessant, da das vermutlich die unabhängige Größe ist (Die Basidien geben vermutlich primär das Sporenvolumen an die Sporen ab, Länge und Breite sind dann wohl indirekt gekoppelt). Dann sollte man aber das echte Volumen abschätzen.

Es ist daher völlig belanglos, ob die Sporenform einem
Rotationsellipsoid nahekommt oder nicht. Im Grunde könnte man auch das
Produkt aus Länge und Breite oder deren Quadratsumme angeben oder
meinetwegen auch die Wurzel aus der Summe der 3. Potenzen oder noch andere
+/- absurde Algorithmen.

Wenn Dir der prozenuale Fehler egal ist, dann ja. Fragt sich aber, welchen Sinn das dann ergibt, wenn man die Fehlerbreite künstlich und unnötig erhöht.

Das wäre genau so richtig oder falsch wie das
Volumen, aber unter dem Volumen kann man sich wenigstens etwas vorstellen,
was aber wiederum dazu führt, dass alle möglichen Bedenken angeführt
werden.
Gruß - Schnuffel

LG
Christoph

Die Basidien geben vermutlich primär das Sporenvolumen an die
Sporen ab, Länge und Breite sind dann wohl indirekt gekoppelt). Dann
sollte man aber das echte Volumen abschätzen.

Hi Christoph,

nach meinen Beobachtungen stimmt das nicht - zumindest nicht für alle Arten.
z.B. bei meinen Samtfußrüblingen variiert die Länge recht stark bei konstanter Breite.

Solange man nichts genaues weiß, muss man halt möglichst viel messen und die Einzelmessungen aufheben.

Grüße,

Wolfgang

Hallo Karl,

danke, dass du Smaff mal mit einer größeren Datenmenge gefüttert hast. Sieht erstaunlich gut aus, (also sehr nah an der theoretischen Normalverteilung)
Im waren Leben sollte man aber räumlich und zeitlich getrennte Stichproben nicht ohne weiteres einfach zusammenschmeißen. Also für eine Veröffentlichung z.B. müsstes du erst testen, ob die Stichproben alle aus einer Grundgesamtheit kommen.
Aber das ist ein anderes Thema. Ich muß mir anscheinend sowieso überlegen, wie genau ich mich ausdrücke, damit mir da kein Strick draus gedreht wird..

LG, Jens

P.s.: bekomme ich die Datensätze?

Hallo Jens

Ich habe Sporenabwürfe von 7 Kollektionen gemacht, jeweils separat gemessen
und mit der Vorgängerversion des Programms ausgewertet. Das Zusammenschmeißen
diente in erster Linie dazu, dass Programm zu testen.

Die einzelnen Daten schicke ich Dir spätetsten am Freitag.

LG Karl